大多数食品（如牛乳、奶油、冰淇淋、蛋黄酱、植物基乳等）是由分散相和连续相（水相或油相）组成的乳液，这些乳液由于油水两相互不相溶，存在较大的表面张力，易于分层而出现不稳定现象[1-3]。为了维持乳液的稳定性，需要添加合适的乳化剂。目前，合成乳化剂被广泛应用于提高乳液的稳定性。但是，有研究表明，合成乳化剂在食品工业中使用可能对人体健康产生不利影响，增加慢性疾病的风险，如肥胖症、代谢紊乱、营养不良以及免疫系统受损等[4]。因此，天然乳化剂在食品工业中的应用越来越受到人们青睐，取代合成乳化剂已成为一种趋势。
油体是一种球形液滴，直径为0.5～2.0 μm，甘油三酯为其内部核心的液态基质。甘油三酯的表面被内源性蛋白-磷脂组成的生物膜所包裹[5-7]，该生物膜结构类似于乳脂肪球膜和蛋黄膜，保护甘油三酯核心免受脂肪酶降解破坏[8-10]。在植物种籽中，该生物膜不仅能有效抵御多种环境压力（如种子失水、复水、冷冻和解冻等）对于油体的破坏作用（如油体融合和破乳等）[11-13]，还可以抵御一定强度的热处理和化学试剂（如尿素、氯化钠和吐温-20等）的影响[14]。油体主要从油料作物种籽中提取分离，不同油料作物种籽油体的脂类物质及内源性蛋白的组成及含量存在较大差异，这些组成差异直接影响了其物化特性[15]。
由于油体表面层是由磷脂和内源性蛋白组成，其组成和含量受油料作物种籽种类的影响，不同油料作物种籽油体的表面结构和组成存在明显差异[16]。因此可依据不同油料作物种籽油体的特点进行不同条件的处理和加工[17]。由于油体这种独特的结构和组成，其在形成乳液时既不需要添加乳化剂也不需要均质处理，油体表面的蛋白质-磷脂层使其能稳定分散于水相中，形成天然乳液[18]。同时，所形成的油体天然乳液液滴表面含有大量磷酸基团，赋予液滴表面较强的负电荷，增加了液滴间的静电排斥作用，从而显著提升了乳液的稳定性[19]。油体表面的内源性蛋白含量高且种类丰富，使其既是天然的乳化剂和稳定剂，又可作为优质蛋白提高食物的营养价值和稳定性[20]。
近年来，随着对植物种籽油体结构和组成认识的深入，其在乳液中的应用日益受到关注。然而，不同植物种籽来源油体的蛋白和脂质组成差异显著，不可避免地导致其形成的天然乳液的物化特性，尤其是稳定性存在差异。因此，从黑豆和青豆两种植物种籽中提取植物油体，分析两种油体的主要组成并考察由这两种油体形成的天然乳液在不同环境应力（pH值、NaCl浓度和热处理）条件下的稳定性，以期为二者在食品工业中的应用及未来作为载体运载脂溶性生物活性物质奠定基础。
1 材料与方法
1.1 材料与试剂
黑豆、青豆：黑龙江省哈尔滨市种业公司；盐酸、氢氧化钠、氯化钠、硫酸、硼酸、乙醚、石油醚、蔗糖、三羟甲基氨基甲烷（tris hydroxymethyl aminomethane，Tris）-HCl缓冲溶液：南京化学试剂有限公司。所用试剂均为分析纯。
1.2 仪器与设备
pH计（PB-10）：德国 Sartorius公司；电热恒温水浴锅（HWS24）：上海一恒科学仪器有限公司；离心机（TGL-16G）：上海安亭科学仪器厂；高速冷冻离心机（3-30K）：德国Sigma公司；高速均质机（T25 digital ULTRA-TURRAX）：德国 IKA公司；消化炉（KDNX-20）、凯氏定氮仪（KDN-1）：上海纤检仪器有限公司；激光粒度分析仪（Mastersizer 2000）、电位分析仪（Zetasizer Nano ZS）：英国 Malvern公司。
1.3 试验方法
1.3.1 黑豆和青豆油体的提取
将黑豆和青豆分别浸泡于蒸馏水中[豆水比1∶5（g/mL）]，置于4～6 ℃冰箱中，浸泡20 h。然后将充分吸水的黑豆和青豆取出沥干，分别放在含有0.5 mol/L氯 化 钠 和 0.4 mol/L蔗 糖 的 pH7.5的50 mmol/L Tris-HCl缓冲溶液中，用高速均质机均质5 min，得到黑豆和青豆匀浆液。将匀浆液用3层滤布过滤以除去滤渣，收集滤液，在4 ℃条件下，10 000 r/min离心45 min，收集上层乳膏状物。将收集的上层乳膏状物均匀分散在上述Tris-HCl缓冲溶液中，在4 ℃条件下，10 000 r/min离心45 min，收集上层乳膏状物。得到的上层乳膏状物再次均匀分散在pH7.5的Tris-HCl缓冲溶液中，在4 ℃条件下，10 000 r/min重复离心3次，将得到的上层乳膏状物（即黑豆和青豆油体）置于4 ℃冰箱中备用。
1.3.2 油体基本成分测定
油体蛋白质和脂质含量分别参照GB 5009.5—2010《食品安全国家标准 食品中蛋白质的测定》和GB 5009.6—2016《食品安全国家标准 食品中脂肪的测定》中的方法进行测定，油体中水分含量参照美国谷物化学 师 协 会（American Association of Cereal Chemists，AACC）方法44-15A进行测定。
1.3.3 黑豆和青豆油体天然乳液的制备
用蒸馏水分别配制黑豆和青豆油体质量分数为1%、2%、3%、4%、5%和6%的混合液（pH6.5），于25 ℃下 200 r/min搅拌4 h，使油体充分吸水，然后用高速均质机于12 000 r/min下均质5 min，制成黑豆和青豆油体天然乳液。
1.3.4 粒径的测定
不同乳液样品分别利用激光粒度分析仪测定其粒径。将待测样品加入样品池后手动混合均匀，达到适宜的遮光度后，测定其粒径。将用于稀释待测样品的蒸馏水调至与样品相同的pH值，避免样品粒径测量发生改变。测定时，样品与水的折射率分别为1.47与1.33，样品的平均粒径用体积平均粒径d43表示。
1.3.5 ζ-电位的测定
取样方法同1.3.4，样品稀释倍数为200倍，同时避免测量时多重散射效应的产生。使用电位分析仪测定乳液在不同pH值的ζ-电位。
1.3.6 不同环境条件下乳液的稳定性
1.3.6.1 pH值对乳液稳定性的影响
用1 mol/L的HCl溶液或NaOH溶液分别将黑豆和青豆油体天然乳液的pH值分别调至2.0、4.0、6.0、8.0和10.0，利用激光粒度分析仪和电位分析仪分别测定两种油体天然乳液在不同pH值条件下的粒径和ζ-电位。
1.3.6.2 NaCl浓度对乳液稳定性的影响
用1 mol/L的NaCl储备溶液分别将黑豆和青豆油体天然乳液的NaCl浓度分别调至100、200、300、400 mmol/L和500 mmol/L，利用激光粒度分析仪测定两种油体天然乳液在不同NaCl浓度下的粒径。
1.3.6.3 温度对乳液稳定性的影响
分别取一定体积的黑豆和青豆油体天然乳液装入不同试管中，然后分别置于25、35、45、55、65、75、85 ℃和95 ℃的电热恒温水浴锅中加热15 min，取样并冷却至室温后用激光粒度分析仪对不同温度下的样品进行粒径测定。
1.3.6.4 加热时间对乳液稳定性的影响
分别取一定体积的黑豆和青豆油体天然乳液装入带盖的试管中，在85 ℃条件下分别加热15～90 min，当达到85 ℃后开始第一次取样。然后每隔15 min取样1次，利用激光粒度分析仪对不同加热时间的样品进行粒径分析，研究在85 ℃条件下，不同热处理时间对黑豆和青豆两种油体天然乳液稳定性的影响。
1.4 数据统计与分析
所有试验重复操作3次。数据的平均值和标准差均通过Origin 8.5分析，数据的差异显著性使用统计分析软件SPSS 22.0进行多重比较分析。
2 结果与分析
2.1 黑豆和青豆油体的基本组成
黑豆和青豆油体的基本组成见表1。
表1 黑豆和青豆油体的基本组成（干基）
Table 1 Basic composition of black bean and green bean oil bodies （dry basis）g/100 g
注：同列相同小写字母表示无显著性差异（p＞0.05）。
组别黑豆油体青豆油体蛋白质含量9.66±0.56a 8.83±0.42a脂质含量72.14±2.73a 70.67±3.12a水分含量18.20±1.02a 20.50±1.65a
黑豆和青豆油体的组成决定了油体形成天然乳液的特性。蛋白质含量较高的油体粒径较大，反之油体粒径较小[21]。油体中的蛋白通过空间位阻及电荷排斥作用稳定油体并阻止其融合[22]。由表1可知，黑豆油体的蛋白质和脂质含量分别为9.66 g/100 g和72.14 g/100 g，青豆油体的蛋白质和脂质含量分别为8.83 g/100 g和70.67 g/100 g，两种油体的蛋白质和脂质含量没有显著性差异（p＞0.05）。
2.2 黑豆和青豆油体在不同环境应力下的稳定性
2.2.1 pH值对油体乳液稳定性的影响
黑豆和青豆油体天然乳液在不同pH值条件下的ζ-电位见图1。
图1 黑豆和青豆油体天然乳液在不同pH值条件下的ζ-电位
Fig.1 Potential of nature emulsions from black bean and green bean oil bodies at different pH values
油体乳液在食品加工及胃肠道消化过程中会受到不同pH值的影响。因此，研究黑豆和青豆油体天然乳液在不同pH值条件下的稳定性非常必要[23]。由图1可知，黑豆油体天然乳液在pH4.8时所带电荷为零，而青豆油体天然乳液在pH5.4时所带电荷为零。当油体天然乳液的油滴表面所带电荷为零时，油滴之间的静电排斥作用很弱，容易发生聚集，导致不稳定[24]。由此表明黑豆油体天然乳液和青豆油体天然乳液分别在pH4.8和pH5.4条件下容易聚集。黑豆油体天然乳液在pH值低于4.8时带正电荷，所带正电荷的量随着pH值的降低而增加，而在pH值高于4.8时带负电荷，所带负电荷的量随着pH值的升高而增加。青豆油体天然乳液在pH值低于5.4时带正电荷，所带正电荷的量随着pH值的降低而增加，而在pH值高于5.4时带负电荷，所带负电荷的量随着pH值的升高而增加。
黑豆和青豆油体天然乳液在不同pH值条件下的粒径和粒径分布见图2。
图2 黑豆和青豆油体天然乳液在不同pH值的粒径和粒径分布
Fig.2 Particle size distribution of natural emulsions from black bean and green bean oil bodies at different pH values
（a）不同pH 值条件下黑豆和青豆油体天然乳液的粒径；（b）黑豆油体天然乳液的粒径分布；（c） 青豆油体天然乳液的粒径分布。不同小写字母表示青豆油体天然乳液在不同pH 值条件下粒径之间差异显著（p＜0.05）；不同大写字母表示黑豆油体天然乳液在不同pH 值条件下粒径之间差异显著（p＜0.05）。
从图2（a）可以看出，黑豆油体天然乳液的粒径在pH4.0和pH6.0时均显著高于其它pH值条件下的粒径（p＜0.05）。从图2（b）中也可以看出，该乳液在pH4.0和pH6.0时粒径分布集中在粒径较大的区域范围。结果表明，黑豆油体天然乳液的稳定性与其表面电荷密切相关。在零电荷点（pH4.8）附近，由于净电荷趋近于零，静电排斥作用极弱甚至消失，导致油滴极易聚集合并，粒径增大，从而导致乳液不稳定。青豆油体天然乳液的粒径在pH6.0时显著高于其它pH值时的粒径（p＜0.05），主要原因是其零电荷点为pH5.4，pH6.0时净电荷量较低，静电排斥作用减弱，乳液油滴容易聚集，油滴粒径增加，出现不稳定现象。从图2（c）也可以看出，该乳液在pH4.0和pH6.0时粒径分布集中在粒径较大的范围，特别是在pH6.0时表现得尤为突出。两种油体天然乳液在强酸（pH2.0）和碱性（pH8.0、pH10.0）条件下粒径均较小，表现出良好的稳定性。综上，pH值对乳液稳定性的关键影响机制在于其改变了油滴表面电荷，进而调控液滴间静电排斥作用的强弱[24]。
2.2.2 NaCl浓度对油体乳液稳定性的影响
黑豆和青豆油体天然乳液在不同NaCl浓度下的粒径和粒径分布见图3。
图3 黑豆和青豆油体天然乳液在不同NaCl浓度条件下的粒径和粒径分布
Fig.3 Particle size distribution of natural emulsions from black bean and green bean oil bodies at different ion concentrations
（a） 不同NaCl 浓度下黑豆和青豆油体天然乳液的粒径；（b） 黑豆油体天然乳液粒径分布；（c） 青豆油体天然乳液粒径分布。不同小写字母表示青豆油体天然乳液在不同NaCl 浓度下粒径之间差异显著（p＜0.05）；不同大写字母表示黑豆油体天然乳液在不同NaCl 浓度下粒径之间差异显著（p＜0.05）。
油体乳液在食品加工及胃肠道消化过程中同样会受到盐离子的影响[19]。从图3可以看出，黑豆油体天然乳液在NaCl浓度为200 mmol/L时粒径显著高于其它浓度的粒径（p＜0.05）。推测其原因在于该浓度刚好中和油滴表面的电荷，削弱了油滴间静电排斥作用，油滴之间容易发生聚集，从而导致油滴粒径增加。当NaCl浓度高于200 mmol/L时，黑豆油体天然乳液油滴粒径减小，可能与正电荷增加，油滴排斥作用加强有关。而图3（a）显示青豆油体天然乳液粒径随着NaCl浓度增加呈逐渐减小的趋势。其主要原因可能是NaCl对青豆油体天然乳液黏度的影响强于其对青豆油体天然乳液油滴表面电荷的影响[25]。随着NaCl浓度的增加，青豆油体天然乳液的黏度增加，导致其粒径逐渐减小。从图3（c）也可以看出，青豆油体天然乳液在不同NaCl浓度条件下其粒径分布随NaCl浓度的增加向左偏移，其粒径逐渐减小，但趋势相对平缓。
2.2.3 热处理温度对油体乳液稳定性影响
黑豆和青豆油体天然乳液在不同热处理条件下的粒径和粒径分布见图4。
图4 黑豆和青豆油体天然乳液在不同热处理温度下的粒径和粒径分布
Fig.4 Particle size distribution of natural emulsions from black bean and green bean oil bodies under different thermal treatment temperature
（a） 不同温度下青豆和黑豆天然乳液的粒径；（b） 黑豆油体天然乳液粒径分布；（c） 青豆油体天然乳液粒径分布。不同小写字母表示青豆油体天然乳液在不同温度下粒径之间差异显著（p＜0.05），不同大写字母表示黑豆油体天然乳液在不同温度下粒径之间差异显著（p＜0.05）。
油体乳液的稳定性主要依赖于其表面的油体蛋白和油体钙蛋白。油体蛋白的分子质量区别主要在于N端和C端，延伸到C端的序列具有两亲性，延伸区的灵活性较强，因此它对蛋白质的功能影响较小，但是对蛋白质的空间结构起到了一定作用，增加了位阻效应，有利于防止油体的聚集[26]。加热会改变油体乳液中蛋白质的结构，进而影响其稳定性。从图4（a）可以看出，黑豆和青豆油体天然乳液在温度较低的情况下粒径较大，其主要原因是黑豆和青豆油体含有大量的脂类物质，这些脂类物质在低温情况下部分以结晶或凝固状态存在，所以其粒径较大，随着温度的升高，两种油体的粒径明显减少，这归因于两种油体中的脂类物质在高温下晶体减少，脂类物质以熔融状态存在，分散性更好。然而青豆油体天然乳液在95 ℃时粒径明显增大，其主要原因可能是青豆油体中的蛋白质在高温情况下容易变性导致蛋白质结构发生改变，从而导致其乳化性能下降，粒径明显增加。从图4（b）和图4（c）可以看出，黑豆油体天然乳液的粒径分布随着温度的升高向粒径分布小的方向移动，青豆油体在温度25～85 ℃时，其粒径分布向粒径小的方向移动，说明在该温度范围，油体中脂肪处于熔融液体状态。但温度达到95 ℃时，其粒径分布位于粒径较大的区域，这主要是因为温度过高，油体蛋白发生了变性，从而导致粒径增大。
2.2.4 热处理时间对油体乳液稳定性影响
黑豆和青豆油体天然乳液在85 ℃条件下，不同热处理时间对两种天然油体乳液的粒径和粒径分布的影响见图5。
图5 黑豆和青豆油体天然乳液在不同热处理时间下的粒径和粒径分布
Fig.5 Particle size distribution of natural emulsions from black bean and green bean oil bodies under different thermal treatment time
（a） 不同加热时间对黑豆和青豆油体天然乳液粒径的影响；（b） 黑豆油体天然乳液粒径分布；（c） 青豆油体天然乳液粒径分布。不同小写字母表示青豆油体天然乳液在不同热处理时间下粒径之间差异显著（p＜0.05），不同大写字母表示黑豆油体天然乳液在不同热处理时间下粒径之间差异显著（p＜0.05）。
从图5可以看出，黑豆油体天然乳液在85 ℃热处理条件下，加热时间15～75 min时粒径变化不显著（p＞0.05），当加热时间为90 min时，其粒径开始显著增加，主要原因是黑豆油体天然乳液在高温处理时间较长时，油体蛋白容易变性，从而影响其乳化性能[27-28]。青豆油体天然乳液在热处理时间15～90 min时，粒径变化不显著（p＞0.05）[图5（a）]。从图5（b）和图5（c）可以看出，两种天然油体乳液在不同加热时间其粒径分布图变化趋于一致，说明两种天然乳液在高温条件下保持稳定。
3 结论
本研究分别从黑豆和青豆中提取油体，油体基本组成显示两种油体蛋白质和脂质含量没有显著性差异。两种油体天然乳液在pH值接近油体蛋白等电点时，粒径较大，表现不稳定。黑豆油体天然乳液在NaCl浓度为0～200 mmol/L时，粒径随着NaCl浓度的增加而增加，200 mmol/L时粒径最大，然后随着NaCl浓度的增加粒径逐渐减小；而青豆油体天然乳液粒径随着NaCl浓度的增加而减小。两种油体天然乳液在85 ℃热处理后，除了黑豆油体天然乳液热处理90 min时表现不稳定外，在其余热处理时间两种油体天然乳液都较稳定。本研究为黑豆和青豆油体天然乳液的实际应用奠定理论基础。
[1] MERT B, VILGIS T A. Hydrocolloid coated oleosomes for development of oleogels[J]. Food Hydrocolloids, 2021, 119: 106832.
[2] TONTUL I, SERT D. Extraction and purification of oil bodies from pomegranate seeds[J]. Journal of Food Processing and Preservation,2021, 45(8): 15053.
[3] YANG N, SU C X, ZHANG Y M, et al. In situ nanomechanical properties of natural oil bodies studied using atomic force microscopy[J]. Journal of Colloid and Interface Science, 2020, 570: 362-374.
[4] CHASSAING B, KOREN O, GOODRICH J K, et al. Dietary emulsifiers impact the mouse gut microbiota promoting colitis and metabolic syndrome[J]. Nature, 2015, 519(7541): 92-96.
[5] ZAABOUL F, ZHAO Q L, XU Y J, et al. Soybean oil bodies: A review on composition, properties, food applications, and future research aspects[J]. Food Hydrocolloids, 2022, 124: 107296.
[6] MOHAMMED N K, MUHIALDIN B J, MEOR HUSSIN A S. Characterization of nanoemulsion of Nigella sativa oil and its application in ice cream[J]. Food Science & Nutrition, 2020, 8(6): 2608-2618.
[7] ISHII T, MATSUMIYA K, MATSUMURA Y. Combinational effects of acid and salt addition on colloidal, interfacial, and emulsifying properties of purified soybean oil bodies[J]. Food Hydrocolloids,2021, 111: 106213.
[8] BOURGEOIS C, GOMAA A I, LEFÈVRE T, et al. Interaction of oil bodies proteins with phospholipid bilayers: A molecular level elucidation as revealed by infrared spectroscopy[J]. International Journal of Biological Macromolecules, 2019, 122: 873-881.
[9] ABDULLAH, WEISS J, ZHANG H. Recent advances in the composition, extraction and food applications of plant-derived oleosomes[J]. Trends in Food Science & Technology, 2020, 106: 322-332.
[10] NIKIFORIDIS C V. Structure and functions of oleosomes (oil bodies)[J]. Advances in Colloid and Interface Science, 2019, 274:102039.
[11] ROMERO-GUZMÁN M J, VARDAKA E, BOOM R M, et al. Influence of soaking time on the mechanical properties of rapeseed and their effect on oleosome extraction[J]. Food and Bioproducts Processing, 2020, 121: 230-237.
[12] XU D X, GAO Q R, MA N N, et al. Structures and physicochemical characterization of enzyme extracted oil bodies from rice bran[J].LWT-Food Science and Technology, 2021, 135: 109982.
[13] ROMERO-GUZMÁN M J, JUNG L, KYRIAKOPOULOU K, et al.Efficient single-step rapeseed oleosome extraction using twin-screw press[J]. Journal of Food Engineering, 2020, 276: 109890.
[14] ROMERO-GUZMÁN M J, PETRIS V, DE CHIRICO S, et al. The effect of monovalent (Na+, K+) and divalent (Ca2+, Mg2+) cations on rapeseed oleosome (oil body) extraction and stability at pH7[J].Food Chemistry, 2020, 306: 125578.
[15] NIKIFORIDIS C V, SCHOLTEN E. High internal phase emulsion gels (HIPE-gels) created through assembly of natural oil bodies[J].Food Hydrocolloids, 2015, 43: 283-289.
[16] CAPUANO F, BEAUDOIN F, NAPIER J A, et al. Properties and exploitation of oleosins[J]. Biotechnology Advances, 2007, 25(2):203-206.
[17] ISHII T, MATSUMIYA K, NAMBU Y, et al. Interfacial and emulsifying properties of crude and purified soybean oil bodies[J]. Food Structure, 2017, 12: 64-72.
[18] 何胜华, 邓乾春. 大豆和油菜籽油体形成的天然乳液的稳定性及胃肠道消化特性[J]. 食品科学, 2021, 42(13): 34-42.HE Shenghua, DENG Qianchun. Stability and in vitro simulated gastrointestinal digestion properties of natural soybean and rapeseed oil body emulsions[J]. Food Science, 2021, 42(13): 34-42.
[19] GUZEY D, MCCLEMENTS D J. Formation, stability and properties of multilayer emulsions for application in the food industry[J]. Advances in Colloid and Interface Science, 2006, 128: 227-248.
[20] CAO Y Y, ZHAO L P, YING Y S, et al. The characterization of soybean oil body integral oleosin isoforms and the effects of alkaline pH on them[J]. Food Chemistry, 2015, 177: 288-294.
[21] TING J T, LEE K, RATNAYAKE C, et al. Oleosin genes in maize kernels having diverse oil contents are constitutively expressed independent of oil contents. Size and shape of intracellular oil bodies are determined by the oleosins/oils ratio[J]. Planta, 1996, 199(1):158-165.
[22] HUANG A H. Oleosins and oil bodies in seeds and other organs[J].Plant Physiology, 1996, 110(4): 1055-1061.
[23] 龚凌霄, 曹文燕, 王静, 等. 动态智能人体消化模拟体系及其在食品研究领域中的应用[J]. 中国食品学报, 2018, 18(10): 258-268.GONG Lingxiao, CAO Wenyan, WANG Jing, et al. Advances in dynamic, multi-compartmental gastrointestinal tract models and its food applications[J]. Journal of Chinese Institute of Food Science and Technology, 2018, 18(10): 258-268.
[24] WU N N, YANG X Q, TENG Z, et al. Stabilization of soybean oil body emulsions using κ, ι, λ-carrageenan at different pH values[J].Food Research International, 2011, 44(4): 1059-1068.
[25] WHITE D A, FISK I D, MITCHELL J R, et al. Sunflower-seed oil body emulsions: Rheology and stability assessment of a natural emulsion[J]. Food Hydrocolloids, 2008, 22(7): 1224-1232.
[26] DE CHIRICO S, DI BARI V, ROMERO GUZMÁN M J, et al. Assessment of rapeseed oil body (oleosome) lipolytic activity as an effective predictor of emulsion purity and stability[J]. Food Chemistry, 2020, 316: 126355.
[27] AOKI T, DECKER E A, MCCLEMENTS D J. Influence of environmental stresses on stability of O/W emulsions containing droplets stabilized by multilayered membranes produced by a layer-by-layer electrostatic deposition technique[J]. Food Hydrocolloids, 2005, 19(2): 209-220.
[28] CHEN Y M, ONO T. Simple extraction method of non-allergenic intact soybean oil bodies that are thermally stable in an aqueous medium[J]. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 2010, 58(12):7402-7407.