高内相乳液（high internal phase emulsions，HIPEs）是一种油相体积分数超过74%的乳液，由于液滴紧密地聚集在一起，其具有类固体特性[1]。与传统乳液相比，高内相乳液具有较高的储能模量、屈服应力、黏弹性和机械强度，能够从打印机喷嘴中顺利挤出，并在打印后保持相对稳定的结构，因此常用作3D打印油墨[2]。蛋白质和多糖由于优异的生物相容性和两亲性，通常可共同构建高内相乳液，以提升其功能性质。
大豆浓缩蛋白（soy protein concentrate，SPC）是将低温豆粕中可溶性非蛋白成分去除后制得的大豆蛋白制品[3]，其主要用于动物饲料、植物基肉制品等产品中。醇法提取大豆浓缩蛋白是工业生产中较常见的生产工艺，所得蛋白风味清淡、色泽较浅，且生产成本较低、对环境污染小。但经乙醇浸提后，大豆浓缩蛋白水溶性较差，进一步限制了其在食品工业中的应用。李慧娜等[4]发现采用大豆浓缩蛋白制备的乳液稳定性差，易出现乳析、分层等失稳情况，导致产品货架期较短。研究发现多糖的黏性较大，可减缓液滴在体系中的移动，因此乳液体系中加入多糖可提高乳液的稳定性[5]。三赞胶（Sanzan gum，SG）是一种微生物多糖，其于2020年被中国国家食品安全风险评估中心批准为一种新型的食品添加剂，具有广阔的应用前景。目前关于三赞胶的研究主要集中于微胶囊[6]、面制品[7]、酸奶[8]等相关领域，但关于三赞胶作为添加剂来稳定蛋白基乳液，并应用于3D打印产品的研究较少。
因此，本研究以大豆浓缩蛋白和三赞胶为基质，制备油相体积分数为75% 的HIPEs，通过粒度分析仪、固脂含量分析仪、流变仪等设备探究SG浓度对HIPEs液滴特性、稳定性、水分分布、持水性、大振幅振荡剪切、3D打印等性能的影响，以期为大豆浓缩蛋白和三赞胶在3D打印食品领域的应用提供新策略。
1 材料与方法
1.1 材料与试剂
大豆浓缩蛋白：山东嘉华生物科技股份有限公司；三赞胶（食品级）：河北鑫和生物化工有限公司；玉米油：青岛天祥食品集团有限公司；磷酸二氢钠、磷酸氢二钠、甘氨酸、乙二胺四乙酸二钠（ethylenediaminetetraacetic acid disodium salt，EDTA-2Na）、三羟甲基氨基甲烷（Tris）、十二烷氨基磺酸钠、β-硫基乙醇：国药集团化学试剂有限公司；叠氮化钠：山东艾孚特科技有限公司。所用试剂均为分析纯。
1.2 仪器与设备
TD50001C型电子天平：天津天马衡基仪器有限公司；HJ-6H磁力搅拌器：常州润华电器有限公司；Y92-IIDN超声波细胞破碎仪：宁波新芝生物科技股份有限公司；FD-8冷冻干燥机：北京博医康健康仪器有限公司；T25数显高速分散机：德国IKA仪器有限公司；S3500粒度分析仪：美国麦奇克有限公司；Zetasizer Nano ZS90纳米粒度电位仪：英国马尔文仪器公司；UV5100-紫外分光光度计：上海元析仪器有限公司；BX53光学显微镜：奥林巴斯（中国）有限公司；SCD-420WDCHU1冰箱：青岛海尔股份有限公司；H2050R离心机：湖南湘仪实验室仪器开发有限公司；NMI20-040V-I固脂含量分析仪：苏州纽迈分析仪器股份有限公司；MCR302界面流变仪：奥地利安东帕公司；EFLBP6601挤出型食品3D打印机：杭州时印科技有限公司。
1.3 方法
1.3.1 大豆浓缩蛋白-三赞胶复合溶液的制备
参考Zhang等[9]的方法对大豆浓缩蛋白进行预处理以提高其水溶性。将5%的大豆浓缩蛋白分散在水中，用6 mol/L的NaOH调节溶液pH值至12.0，随后在25 ℃下搅拌30 min，并于500 W下超声10 min，放置到室温后调节pH值为7.0。该蛋白分散液冻干以备后用，记作SPC。
称取10 g SPC于100 mL磷酸缓冲液（pH7.0）中，在4 ℃下水化过夜，以确保蛋白质充分水合，制备10%的SPC储备液。另称取4 g三赞胶于100 mL磷酸缓冲液中，搅拌过夜，制备4% 的三赞胶储备液。次日，将SPC、三赞胶和磷酸缓冲液（pH7.0）以不同质量混合，制备蛋白含量为5%，三赞胶含量不同（0%、0.1%、0.3%、0.5%、0.7%、1.0%）的SPC-SG混合溶液，分别记作SPC、SPC-SG0.1、 SPC-SG0.3、SPC-SG0.5、SPC-SG0.7、SPC-SG1.0。
1.3.2 高内相乳液的制备
取SPC-SG复合溶液于15 000 r/min下均质2.5 min，过程中缓慢加入玉米油，制备含有25% 水相和75% 油相的高内相乳液[10]。在样品中添加0.005%的叠氮化钠以抑制微生物的生长。
1.3.3 乳液粒径电位的测定
采用粒度分析仪对乳液的粒径（D3，2）进行测定，玉米油和分散相的折光率分别为1.45和1.33。采用纳米粒度电位仪测定ζ-电位，所有样品均用磷酸缓冲液（pH7.0）稀释以避免多重散射影响。
1.3.4 微观结构观察
取6 μL乳液于载玻片上，盖上盖玻片，采用光学显微镜在20倍放大倍数下观察并拍照分析。
1.3.5 稳定性测定
热稳定性：将乳液置于90 ℃水浴中加热30 min，冷却至室温，测定乳液液滴尺寸和微观结构，以表征HIPEs的热稳定性[11]。
冻融稳定性：将乳液置于样品瓶，放置于-18 ℃冰箱中冷冻24 h，室温25 ℃ 2 h完全解冻后，测定乳液液滴尺寸和微观结构，以表征HIPEs的冻融稳定性[12]。
1.3.6 分子间作用力测定
分别将1 g HIPEs溶于15 mL 4种不同溶液，A液：蒸馏水；B液：pH8.0的缓冲溶液（含121.14 g/mol Tris、75.07 g/mol甘氨酸、372.24 g/mol EDTA-2Na）；C液：B液+20 g/L十二烷氨基磺酸钠；D液：C液+10 g/L β-硫基乙醇中，于500 r/min搅拌1 h，随后在7 000 r/min下离心15 min，取上层乳液经相应溶液稀释30倍后于600 nm处测吸光度，按照下列公式计算浊度值[13]。
式中：T为浊度值，cm-1；A为600 nm处吸光度；S为稀释倍数，30；L为光程长度，cm；2.303为自然对数（ln）与常用对数（lg）的转换系数[ln（10）≈2.303]。
1.3.7 持水性测定
持水性的测定根据Huang等[14]的方法稍作修改。准确称取5 g样品放置在10 mL离心管中（离心管质量记为M，g），其总质量记作M1（g）。12 000 r/min离心10 min后，滤纸吸去样品表面多余的水分，称重记作M2（g）。持水性（W，%）的计算公式如下。
1.3.8 水分分布测定
参考Wang等[15]的方法，采用固脂含量分析仪测定HIPEs的水分分布。将5 g HIPEs样品置于直径为16.5 mm的圆柱形玻璃管中，测试条件为温度32 ℃，采样频率200 kHz，等待时间3 000 ms，扫描次数为3 000，回波个数15 000。用Niuamg NMR软件进行数据采集与处理。
1.3.9 流变行为测定
将HIPEs样品置于直径为50 mm的界面流变仪平板上，平板间隔设为1.0 mm，于25 ℃下测定样品的流变行为。每次测试前，样品在平板上平衡5 min，使其达到测量温度。在0.1～100 s-1剪切速率下，测定HIPEs的表观黏度[9]。在0.1～10 Hz的频率范围内测定HIPEs的储能模量（G′）和损耗模量（G″）值，应变设为0.1%（线性黏弹区内）[16]。大振幅振荡剪切试验（large amplitude oscillating shear test，LAOS）的应变范围设置为0.1%～1 000%，固定频率为1 Hz。分别在1%、10%、100%、500% 和1 000% 处采集振荡信号的原始数据，得到Lissajous曲线[2]。
1.3.10 3D打印特性测定
将样品通过挤出型食品3D打印机进行3D打印测试。待测样品被填充到一个塑料注射器中，在温室下通过内径为0.84 mm的喷嘴进行立方体的打印，挤出速度为5 mm/s，填充率为90%。所有打印样品拍照记录。
1.4 数据处理
所有试验重复3次，数据绘图使用Origin 2021软件，数据分析使用IBM SPSS Statistics 25，P＜0.05表示具有显著性差异。
2 结果与分析
2.1 SG 浓度对HIPEs 粒径和微观结构的影响
不同SG浓度下SPC-SG HIPEs的粒径及显微镜图像如图1所示。
图1 不同SG浓度下SPC-SG HIPEs的粒径及显微镜图像
Fig.1 Droplet size and microscope images of SPC-SG HIPEs with different concentrations of SG
（A） 粒径；（B） 显微镜图像。不同小写字母表示不同样品同一处理方式差异显著（P＜0.05）；不同大写字母表示同一样品不同处理方式差异显著（P＜0.05）。
由图1（A）可以看出，随着SG浓度的增加，未经处理的乳液粒径逐渐减小随后保持不变。未处理的SPC和SPC-SG1.0 HIPEs的粒径分别为（26.78±2.55）μm和（10.27±0.49）μm。这可能因为在一定浓度范围内，多糖浓度的增加使得更多的SG颗粒覆盖在液滴表面，并在液滴周围形成更加致密的三维网格结构，从而抑制了液滴的聚集[17]。Shen等[18]的研究发现，液滴尺寸越小，越有利于乳液的稳定。由图1（B）可以看出，添加SG有利于形成更小、更均一的液滴。此外，SG是一种阴离子多糖，随着SG浓度的增加，较高的负电荷增强了液滴之间的静电斥力，有利于在一定浓度范围内形成更稳定的乳液[19]。
2.2 稳定性
2.2.1 热稳定性
热处理是食品加工或消费过程中常见的工艺，因此评价温度对HIPEs的影响是必要的。由图1可知，未添加SG时，加热处理后乳液粒径由（26.78±2.55） μm增加至（48.00±2.69） μm，这可能是因为加热过程中乳液液滴运动加剧，增加了液滴相互碰撞的机会，液滴发生了一定的聚集[20]。随着SG浓度的增加（0.3%～1.0%），乳液在加热前后的粒径变化减小，表明其热稳定性提高。当SG浓度为0.1%时，显微图像可以观察到明显的液滴聚集，而当SG的浓度为1.0%时，呈现均一的小液滴。Wang等[21]也发现透明质酸的加入提升了乳清分离蛋白乳液的热稳定性，这可能是由于蛋白与多糖之间产生了强烈的非共价相互作用，使得乳液的界面更加稳定。此外，多糖的加入使HIPEs的网络结构更加致密，进而呈现较高的热稳定性[9]。
2.2.2 冻融稳定性
由图1可知，经过冻融处理后，所有样品的粒径均增加，这是由于冻融后液滴界面被破坏，导致液滴聚结，液滴尺寸增大。此外，由于大尺寸的水相冰晶在冷冻过程中容易穿透界面膜或引起界面变形，导致乳化剂在解冻过程中发生解吸附现象[22]。加入SG后，随着SG浓度的增加，冻融后乳液的粒径逐渐减小，这可能是由于SG具有较高的两亲性，可与SPC同时吸附到液滴界面，形成黏弹性较强的界面层，提升乳液的冻融稳定性[23]。此外，多糖和蛋白的相互作用有利于形成机械强度更高的HIPEs，能够有效减轻冰晶对液滴的破坏[24]。
2.3 分子间作用力
为探索乳液体系中存在的相互作用力，测量HIPEs在4种溶剂中的浊度值，结果如图2所示。
图2 不同缓冲溶液中SPC-SG HIPEs的浊度值
Fig.2 Turbidity value of SPC-SG HIPEs in different buffer solutions
不同小写字母表示同一样品在不同缓冲液处理下差异显著（P＜0.05）；不同大写字母表示不同样品在同一缓冲液处理下差异显著（P＜0.05）。
由图2可知，HIPEs在B液中的浊度大于A液，表明体系中存在静电相互作用；在C液中的浊度大于B液，表明存在疏水相互作用；在D液中的浊度大于C液，表明存在二硫键[13]。对于同一种样品，浊度顺序为D液＞C液＞B液＞A液，表明静电相互作用、疏水相互作用和二硫键均参与三维网络的形成，且疏水相互作用和二硫键是主要驱动力。另外，随着SG浓度的增加，HIPEs在4种溶液中的浊度均增加，这表明多糖的存在增强了乳液液滴间的相互作用，这有利于乳液机械强度的提高[25]。
2.4 持水性
持水性（water holding capacity，WHC）是评价食品品质的一个重要参数，反映了其三维网络结构保持水分的能力[26]。不同SG浓度对SPC-SG HIPEs持水性的影响如图3所示。
图3 不同SG浓度SPC-SG HIPEs的持水性
Fig.3 Water holding capacity of SPC-SG HIPEs with different concentrations of SG
不同小写字母表示差异显著（P＜0.05）。
由图3可知，SG的加入明显提高了HIPEs的持水性，表明SG和SPC协同稳定乳液，这与Xu等[27]的研究结果一致。随着SG浓度的增加，样品的WHC从（76.71±2.33）%增加至（94.04±0.11）%，SPC-SG1.0 HIPEs具有较高的持水性，这可能是由于其具有更强的相互作用力（如静电相互作用、疏水相互作用和二硫键）[28]。机械强度越高，形成的三维网络结构越致密有序，持水性越高[29]。Huang等[14]发现网络结构更致密的HIPEs有助于乳液基质锁住更多水分子，增加持水性。这也与Lu等[30]的研究结果一致，他指出持水性与HIPEs的储能模量呈正相关。
2.5 水分分布
低场核磁共振可以直观反映SPC-SG HIPEs中的水分分布。不同SG浓度SPC-SG HIPEs的水分分布如图4所示。
图4 不同SG浓度SPC-SG HIPEs的水分分布
Fig.4 Water distribution of SPC-SG HIPEs with different concentrations of SG
SPC-SG HIPEs的弛豫时间有3个峰值，T21代表结合水；T22代表与凝胶网络中存在的大分子或油紧密结合的固定水；T23代表自由水。一般来说体系中自由水越高，弛豫时间越长。由图4可知，所有样品弛豫时间主要的峰为T22，表明固定水为体系中主要的水分组成。Wang等[31]也发现卵清蛋白-果胶乳液凝胶中主要的水分组成为固定水。随着乳液中SG浓度的增加，T22峰面积明显增加，这表明体系中的自由水逐渐转变为固定水，HIPEs的稳定性增加[31]。这可能是由于蛋白质与多糖之间的相互作用限制了油滴和水的流动，随着SG浓度的增加，SG的增稠作用促使HIPEs形成了更均匀致密的三维网络结构，结合更多的游离水，更好地抑制了凝胶基质中游离水的流动[32]。此外，SG的加入可提升SPC-SG HIPEs的界面致密性，增加液滴-液滴、液滴-界面间的相互作用，进而降低游离水的含量[33]，这与WHC结果相一致。
2.6 HIPEs 的流变学特性
2.6.1 HIPEs的表观黏度、频率扫描和大振幅振荡剪切SPC-SG HIPEs的表观黏度、频率扫描和大振幅振荡剪切测定结果如图5所示。
图5 SPC-SG HIPEs的表观黏度、频率扫描和大振幅振荡剪切
Fig.5 Apparent viscosity，frequency sweep，and LAOS curve of SPC-SG HIPEs
A. 表观黏度；B. 频率扫描；C. 大振幅振荡剪切。
由图5A可知，随着剪切速率从0.1 s-1增加到100 s-1时，乳液的表观黏度下降，表现出剪切稀化行为，这种现象有助于HIPEs在3D打印过程中的挤出。这是因为当剪切速率足够大时，乳液液滴变得更加有序，对流动的阻力更小，从而降低了黏度[9]。如果一种材料要用作3D打印材料，其黏度应该足够高，可支撑逐层沉积的结构。HIPEs的黏度随着SG浓度的增加而增加，其主要原因分析如下：一是SG的添加减小了乳液的液滴尺寸，增加了单位体积内液滴的数量和液滴间的相互作用，从而提高了乳液的表观黏度[34]；二是SG具有良好的黏弹性，其加入增加了油滴周围水相的黏度[35]。Wang等[2]的研究也指出，亚麻籽多糖的添加增加了豌豆分离蛋白高内相乳液的表观黏度。
由图5B可知，在整个频率范围内，所有样品的储能模量（G′）均大于损耗模量（G″），表明所有样品均表现出类固体行为。此外，G′值比G″值大一个数量级，这与3D食品打印挤出过程中可食用油墨的均匀流动有关[9]。随着SG浓度的增加，所有样品的G′和G"均增加，这表明SG的加入提升了SPC HIPEs的机械强度。当SG浓度为1.0% 时，G′和G"值较大，这可能是由于乳液具有更小的油滴，液滴间可更紧密地聚集在一起，从而提高了整个体系的机械强度[36]。
食品在加工过程中经常遭受大而快速的变形，并且对这些变形的响应通常处于非线性状态。因此，有必要引入大振幅振荡剪切试验，以便更准确地了解日常使用过程中的结构变化。由图5C可知，在线性黏弹性区（linear viscoelastic region，LVR），G′的值大于G″的值，表明HIPEs在较小的变形下主要表现为类固体行为。此外，所有样品在小变形下均呈现平台期，说明该区域内外界应力不足以破坏凝胶的结构[16]。此外，随着SG浓度的增加，样品的G′和G"均增大，这可能与体系的黏度增加和液滴粒径降低有关。然而，施加的应变一旦超过临界值（γc），G′开始下降，而G″呈现先增大后减小的趋势，表现为III型行为[37]。III型行为表明，3D打印的油墨能够在高压下从喷嘴中挤出，在压力消失后也能形成特定的形状。
2.6.2 Lissajous图分析
Lissajous图用于进一步验证HIPEs的LAOS流变性能，弹性和黏性Lissajous图如图6所示。
图6 不同SG浓度下SPC-SG HIPEs在LAOS应变幅值下的Lissajous图
Fig.6 Lissajous plots of SPC-SG HIPEs with different concentrations of SG at LAOS strain amplitudes
A. 弹性Lissajous 图；B. 黏性Lissajous 图。
由图6A可知，在较低应变（1%、10%）下，弹性Lissajous呈现出一个窄的椭圆，表现出弹性为主的行为。随着应变强度的增大，变形程度加剧，形状由椭圆变逐渐为平行四边形，HIPEs由弹性向黏性过渡，表现出流动和恢复的特征[38]。在相同应变下，随着SG浓度的增加，HIPEs的封闭面积逐渐增加，而SPC-SG1.0的弹性Lissajous图的封闭面积最大，形状接近矩形，表现出更强的黏性行为[18]，这一特性有助于提高打印产品的自支撑能力。
由图6B可知，随着应变的增加，黏性Lissajous图中面积逐渐减小，过渡为s型图。随着面积的减小，传递能量降低，表明存在剪切稀化行为[39]，这种行为有利于3D打印时喷嘴对样品的挤压。在较大应变下，黏性占主导地位。当应变为1 000%时，SPC HIPEs中出现了明显的二次环，但多糖的加入显著抑制了这种现象的发生。当样品的微观结构被不可逆地破坏时，则不会出现二次环[40]。相同应变下，封闭环面积随着SG浓度的增加而增加，这表明SG的添加有利于增强HIPEs的3D打印特性。
2.7 3D 打印特性
由于所有样品都具有剪切稀化的特性，因此都可以顺利通过打印的喷嘴。然而在打印后，形成的立方体的精度和稳定性存在差异，不同SG浓度下SPC-SG HIPEs的3D打印图像如图7所示。
图7 不同SG浓度下SPC-SG HIPEs的3D打印图像
Fig.7 3D printed image of SPC-SG HIPEs with different concentrations of SG
由图7可知，当SG浓度为0%或0.1%时，打印后会出现局部粘连和结构塌陷的现象，此时样品的机械性能较差，不足以完全支撑自身，易变形。在中等SG浓度（0.3%、0.5%）时，打印产品未发现明显坍塌，打印性能增强。SG浓度为0.7%和1.0%时，乳液凝胶的打印性能最佳，打印的立方体具有最精确的几何形状和可识别的印刷纹理。这意味着SG的添加显著提高了HIPEs的机械强度和自支撑能力，这与流变分析的结果一致。同样，Yu等[16]的研究也指出，多糖的加入可以改善乳液凝胶的打印性能，随着瓜尔胶或黄原胶浓度的增加，大豆分离蛋白乳液凝胶展现出更优异的打印性能。
3 结论
本研究发现SG的加入可促使SPC-SG HIPEs网络结构更加致密，并且有效提高HIPEs的热稳定性和冻融稳定性。SPC-SG HIPEs的形成主要依赖于疏水相互作用和二硫键等分子间作用力。当SG浓度为1.0% 时，分子间作用力明显增强，限制了水分子的移动，从而影响了HIPEs的持水性[（94.04±0.11）%]。流变学结果显示，SPC-SG1.0 HIPEs具有更大的表观黏度和机械强度。这些特性使SPC-SG HIPEs具有作为可食用3D打印油墨的潜力。
[1] CHEN Y, YI X Z, ZHANG Z Y, et al. High internal phase Pickering emulsions stabilized by tannic acid-ovalbumin complexes: Interfacial property and stability[J]. Food Hydrocolloids, 2022, 125:107332.
[2] WANG Y F, BAI C J, MCCLEMENTS D J, et al. Improvement of 3D printing performance of pea protein isolate Pickering emulsion gels by regulating electrostatic interaction between protein and polysaccharide[J]. Food Hydrocolloids, 2023, 145: 109097.
[3] 刘大川. 几种大宗油料饼粕蛋白资源的利用[J]. 粮油加工, 2009(7): 71-73.LIU Dachuan. Utilization of protein resources of several major oilseed cakes[J]. Cereals and Oils Processing, 2009(7): 71-73.
[4] 李慧娜, 田少君, 章绍兵. 多糖对大豆浓缩蛋白乳液稳定性的影响研究[J]. 粮食与油脂, 2019, 32(7): 34-38.LI Huina, TIAN Shaojun, ZHANG Shaobing. The effect of polysaccharide on the stability of soybean protein concentrate emulsion[J].Cereals & Oils, 2019, 32(7): 34-38.
[5] HUANG Z Z, YANG X X, LIANG S Y, et al. Polysaccharides improved the viscoelasticity, microstructure, and physical stability of ovalbumin-ferulic acid complex stabilized emulsion[J]. International Journal of Biological Macromolecules, 2022, 211: 150-158.
[6] LU H G, LI X Y, YANG H P, et al. Preparation and properties of riboflavin - loaded sanxan microcapsules[J]. Food Hydrocolloids,2022, 129: 107641.
[7] LIANG Y, ZHU X L, LIU H, et al. Effect of sanxan on the composition and structure properties of gluten in salt-free frozen-cooked noodles during freeze-thaw cycles[J]. Food Chemistry: X, 2024, 21:101229.
[8] 陈宇坤, 乐袁通宇, 胡国华. 三赞胶和刺槐豆胶复配及其在酸奶中的应用[J]. 食品工业, 2021, 42(4): 166-170.CHEN Yukun, LE Yuantongyu, HU Guohua. Mixed gel of Sanzan gum/locust bean gum and its application in yogurt[J]. The Food Industry, 2021, 42(4): 166-170.
[9] ZHANG J N, ZHAO S Q, LIU Q, et al. High internal phase emulsions stabilized by pea protein isolate modified by ultrasound and pH-shifting: Effect of chitosan self-assembled particles[J]. Food Hydrocolloids, 2023, 141: 108715.
[10] CHENG T F, ZHANG G F, SUN F W, et al. Study on stabilized mechanism of high internal phase Pickering emulsions based on commercial yeast proteins: Modulating the characteristics of Pickering particle via sonication[J]. Ultrasonics Sonochemistry, 2024,104: 106843.
[11] HE C W, XU Y F, LING M, et al. High internal phase emulsions stabilized by walnut protein amyloid-like aggregates and their application in food 3D printing[J]. Food Hydrocolloids, 2024, 147:109444.
[12] MAO L, DAI H J, DU J, et al. Gelatin microgel-stabilized high internal phase emulsion for easy industrialization: Preparation, interfacial behavior and physical stability[J]. Innovative Food Science &Emerging Technologies, 2022, 78: 103011.
[13] TANG C H, YANG M, LIU F, et al. Stirring greatly improves transglutaminase-induced gelation of soy protein-stabilized emulsions[J]. LWT-Food Science and Technology, 2013, 51(1): 120-128.
[14] HUANG X, YAN C J, XU Y F, et al. High internal phase emulsions stabilized by alkaline-extracted walnut protein isolates and their application in food 3D printing[J]. Food Research International, 2023,169: 112858.
[15] WANG Y, ZHAO J, ZHANG S C, et al. Structural and rheological properties of mung bean protein emulsion as a liquid egg substitute: The effect of pH shifting and calcium[J]. Food Hydrocolloids,2022, 126: 107485.
[16] YU J, WANG X Y, LI D, et al. Development of soy protein isolate emulsion gels as extrusion-based 3D food printing inks: Effect of polysaccharides incorporation[J]. Food Hydrocolloids, 2022, 131:107824.
[17] CHEN Y, YAO M Y, PENG S, et al. Development of protein-polyphenol particles to stabilize high internal phase Pickering emulsions by polyphenols′ structure[J]. Food Chemistry, 2023, 428:136773.
[18] SHEN Q, XIONG T, DAI J, et al. Effects of pH-shifting treatments on oil-water interfacial properties of pea protein isolates: Identification and quantification of proteins at interfacial protein layer[J].Food Hydrocolloids, 2022, 133: 107937.
[19] QIAO X, LIU F D, KONG Z H, et al. Pickering emulsion gel stabilized by pea protein nanoparticle induced by heat-assisted pH-shifting for curcumin delivery[J]. Journal of Food Engineering, 2023,350: 111504.
[20] 王永辉, 杨晓泉, 王金梅, 等. 蛋白水解物及多糖负载姜黄素制备纳米颗粒及其稳定性[J]. 农业工程学报, 2015, 31(10): 296-302.WANG Yonghui, YANG Xiaoquan, WANG Jinmei, et al. Preparation of curcumin nanoparticles by protein hydrolysates and polysaccharids and its stabilization[J]. Transactions of the Chinese Society of Agricultural Engineering, 2015, 31(10): 296-302.
[21] WANG N Z, ZHAO X, JIANG Y Q, et al. Enhancing the stability of oil-in-water emulsions by non-covalent interaction between whey protein isolate and hyaluronic acid[J]. International Journal of Biological Macromolecules, 2023, 225: 1085-1095.
[22] WANG T, LI F S, ZHANG H, et al. Plant-based high internal phase emulsions stabilized by dual protein nanostructures with heat and freeze-thaw tolerance[J]. Food Chemistry, 2022, 373: 131458.
[23] LI Z S, WANG Y, LUO Y C. High internal phase Pickering emulsions stabilized by egg yolk low density lipoprotein for delivery of curcumin[J]. Colloids and Surfaces B, Biointerfaces, 2022, 211:112334.
[24] ZHANG M Y, ZHANG B Y, SUN X T, et al. Freeze-thaw stability of transglutaminase-induced soy protein-maltose emulsion gel: Focusing on morphology, texture properties, and rheological characteristics[J]. International Journal of Biological Macromolecules, 2024,261: 129716.
[25] FELIX M, PEREZ-PUYANA V, ROMERO A, et al. Development of thermally processed bioactive pea protein gels: Evaluation of mechanical and antioxidant properties[J]. Food and Bioproducts Processing, 2017, 101: 74-83.
[26] LI R L, XUE H, GAO B H, et al. Physicochemical properties and digestibility of thermally induced ovalbumin-oil emulsion gels: Effect of interfacial film type and oil droplets size[J]. Food Hydrocolloids, 2022, 131: 107747.
[27] XU Q Q, QI B K, HAN L, et al. Study on the gel properties, interactions, and pH stability of pea protein isolate emulsion gels as influenced by inulin[J]. LWT-Food Science and Technology, 2021, 137:110421.
[28] LI X M, MENG R, XU B C, et al. Investigation of the fabrication,characterization, protective effect and digestive mechanism of a novel Pickering emulsion gels[J]. Food Hydrocolloids, 2021, 117:106708.
[29] ZHAO Y L, XUE S Q, ZHANG X Y, et al. Improved gel properties of whey protein-stabilized emulsions by ultrasound and enzymatic cross-linking[J]. Gels, 2021, 7(3): 135.
[30] LU Y, MAO L K, ZHENG H X, et al. Characterization of β-carotene loaded emulsion gels containing denatured and native whey protein[J]. Food Hydrocolloids, 2020, 102: 105600.
[31] WANG L C, CHENG X Y, LAN H Y, et al. Development and characterization of novel ultra-stable high internal phase Pickering emulsions gel: Interface structure, stabilization mechanism, and applications[J]. Food Hydrocolloids, 2024, 151: 109817.
[32] LI Q H, LI S Y, YU W K, et al. Comparison of the 3D printability of high internal phase Pickering emulsions stabilized by protein-Polysaccharide complexes and process optimization[J]. Journal of Food Engineering, 2023, 353: 111548.
[33] HU Y Y, LI C M, TAN Y B, et al. Insight of rheology, water distribution and in vitro digestive behavior of starch based-emulsion gel:Impact of potato starch concentration[J]. Food Hydrocolloids, 2022,132: 107859.
[34] JIANG W, LI W H, LI J X, et al. High internal phase emulsions stabilized by pea protein isolate-inulin conjugates: Application as edible inks for 3D printing[J]. Food Hydrocolloids, 2023, 142:108820.
[35] ZHAO Q L, FAN L P, LIU Y F, et al. Mayonnaise-like high internal phase Pickering emulsions stabilized by co-assembled phosphorylated Perilla protein isolate and chitosan for extrusion 3D printing application[J]. Food Hydrocolloids, 2023, 135: 108133.
[36] KALLA-BERTHOLDT A M, NGUYEN P V, BAIER A K, et al. Influence of dietary fiber on in-vitro lipid digestion of emulsions prepared with high-intensity ultrasound[J]. Innovative Food Science &Emerging Technologies, 2021, 73: 102799.
[37] CHEN H, WANG Q M, RAO Z N, et al. The linear/nonlinear rheological behaviors of Pickering emulsion stabilized by zein and xanthan gum: Effect of interfacial assembly strategies[J]. Food Hydrocolloids, 2023, 145: 109116.
[38] ZHANG Y H, WANG Y C, ZHANG R N, et al. Tuning the rheological and tribological properties to simulate oral processing of novel high internal phase oleogel-in-water emulsions[J]. Food Hydrocolloids, 2022, 131: 107757.
[39] FARIAS B V, KHAN S A. Probing gels and emulsions using largeamplitude oscillatory shear and frictional studies with soft substrate skin surrogates[J]. Colloids and Surfaces B: Biointerfaces, 2021,201: 111595.
[40] DUVARCI O C, YAZAR G, KOKINI J L. The comparison of LAOS behavior of structured food materials (suspensions, emulsions and elastic networks)[J]. Trends in Food Science & Technology, 2017,60: 2-11.