膳食纤维作为“第七大营养素”，是一种重要的植物性成分，其作为一种碳水化合物存在于植物性食物中，人体小肠不能消化吸收，但大肠可部分或全部发酵，可维持人体健康[1]。膳食纤维依据其物理化学性质（主要为溶解特性）分为两大类：可溶性膳食纤维（soluble dietary fiber，SDF）、不溶性膳食纤维（insoluble dietary fiber，IDF）。不溶性膳食纤维主要组成包括纤维素、半纤维素、木质素及果胶等成分，其中前3 种作为典型的不溶性组分主要分布于植物细胞壁结构内[2]，而果胶作为可溶性成分则广泛存在于非纤维性天然物质中。研究发现，IDF 能增加胃肠里的食物体积，增强饱腹感，还能够吸收食物中的毒素以及细菌分泌的有害物质，维护人体消化道的健康，同时不溶性膳食纤维能抵抗消化酶分解，加速食糜通过消化道，起到预防便秘的功能[3-4]。
杨梅（Morella rubra Lour.）是杨梅科杨梅属小乔木或灌木植物[5-6]，别称骊珠、君家果、日精等，其果实成熟后呈现明亮的红色，果肉饱满多汁，酸甜适口，营养成分丰富，还具有多重保健功能，包括改善肌肤状态、缓解腹泻症状、促进消化和帮助体内毒素排出等[7]，具有较高的食用价值。作为一种特色果品，杨梅的实际价格常与品相挂钩，不同品相的杨梅价格相差悬殊[8]。作为一种呼吸越变型果实，杨梅在采摘后容易腐烂，因此品相较差的鲜杨梅常直接压榨用于生产杨梅汁或者杨梅酒。随着杨梅饮品工业化生产规模的扩大，产生了大量的杨梅果渣，这些果渣通常不会被再次利用，而是当作垃圾处理，这种处理方式不仅造成了资源的浪费，还对环境产生一定的污染[9]。有研究显示，杨梅加工副产物中富含多种活性成分，主要包括黄酮及多酚类物质，这些功能性成分已被证实具有显著的生物学效应，如抗氧化活性和潜在的肿瘤抑制能力，将其副产物进行提取和加工，可以开发出天然食品抗氧化剂和保健品，进一步提升产品的市场价值[10]。如果能够根据其性能特点进行开发，不仅可以提高杨梅深加工产品的附加值，还能延伸加工产业链，实现变废为宝。杨菊红等[11]通过超声波辅助技术从杨梅加工副产物中分离出水溶性膳食纤维，并运用响应面法优化提取参数，为水溶性膳食纤维的大规模工业化制备提供了科学的参考依据。而关于杨梅加工后产生的残渣提取的 IDF的利用，目前还没有相关研究。对杨梅果渣进行再利用，开发高附加值产品，不仅能够解决资源浪费和环境污染问题，促进生态循环利用的同时还能提高经济效益。
目前提取 IDF较为常用的方法主要有酸碱法（acid-alkali digestion method，AAD）、双酶法（dual-enzyme method，DEM）、微波辅助法（microwave-assisted extraction，MAE）、超声辅助碱法（ultrasound-assisted alkaline extraction，UAAE）和超声辅助酶法（ultrasoundassisted enzymatic extraction，UAEE）等[1]。提取方法的不同会影响 IDF 的理化性质，进而对其生理功能产生影响[12]。本研究以鲜杨梅直接榨汁后的果渣为原料，分别采用上述5 种方法制备杨梅果渣 IDF，并对5 种IDF 的生理生化性质、抗氧化活性和体外降血糖活性进行分析，以期为杨梅加工副产物的高值化利用提供新思路，为以杨梅果渣为原料开发功能性膳食纤维产品奠定基础。
1 材料与方法
1.1 材料与试剂
鲜杨梅直接榨汁后的果渣由浙江聚仙庄饮品有限公司提供，于70 ℃条件下烘干，过筛（40 目）备用。
木瓜蛋白酶（4 000 U/mL）、阿卡波糖：上海源叶生物科技有限公司；α-淀粉酶（4 000 U/mL）、1，1-二苯基-2-三硝基苯肼（1，1-diphenyl-2-trinitrophenylhydrazine，DPPH）、邻二氮菲、三吡啶基三嗪（tripyridyltriazine，TPTZ）、盐酸、醋酸钠、无水乙醇、硫酸亚铁、磷酸氢二钠、磷酸二氢钾、三氯化铁、醋酸：阿拉丁试剂（上海）有限公司；氯化钠、氯化钾、过氧化氢、氢氧化钠：国药集团化学试剂有限公司；3，5-二硝基水杨酸：中测（天津）生物科技有限公司。以上化学试剂均为分析纯。
1.2 仪器与设备
恒温干燥箱（DHG-9240S）：苏州三清仪器有限公司；超声波清洗器（SB-3200DT）：宁波新芝生物科技股份有限公司；分析天平（FA2004A）：上海精天电子仪器有限公司；恒温水浴锅（HWS-26）：上海一恒科学仪器有限公司；pH计（PHS-3E）：上海仪电科学仪器股份有限公司；微波炉（M3-L233B）：美的集团股份有限公司；离心机（LD5-2B）：北京京立离心机有限公司；紫外分光光度计（T6新世纪）：北京普析通用仪器有限责任公司；酶标仪（TECAN Spark 10M）：上海一忻科学仪器有限公司；色卡（潘通CU）：深圳千通科技有限公司；恒温培养箱（HSX-160）：常州迈科诺仪器有限公司；混和型研磨仪（MM 200）：弗尔德（上海）仪器设备有限公司。
1.3 试验方法
1.3.1 杨梅果渣IDF的制备
1.3.1.1 酸碱法
参考林伟达等[13]的方法，并做调整优化。将杨梅残渣与蒸馏水按1∶20 （g/mL）的料液比混合，用1.0 mol/L HCl溶液调节体系pH值至1.0，于80 ℃恒温反应90 min后进行固液分离。收集的酸解残渣继续以1∶20 （g/mL）的料液比与1.4% NaOH溶液混合，在75 ℃恒温条件下进行80 min的碱处理，随后再次进行固液分离，将固形物于70 ℃条件下烘干至恒重，得到IDF样品。
1.3.1.2 双酶法
参考林伟达等[13]的方法，并做调整优化。将杨梅残渣与蒸馏水按1∶20 （g/mL）的料液比混合，用1.0 mol/L HCl溶液和NaOH溶液调节体系pH值至6.0，加入100 μL α-淀粉酶溶液，60 ℃恒温水浴反应35 min完成淀粉水解；随后100 ℃热处理10 min使酶失活，待体系冷却后调整pH值至6.0；最后加入100 μL木瓜蛋白酶溶液，40 ℃恒温酶解35 min实现蛋白质组分的水解。再次以100 ℃灭酶10 min，随后进行固液分离，固形物于70 ℃条件下干燥至恒重，得到IDF样品。
1.3.1.3 微波辅助法
参考林伟达等[13]的方法，并做调整优化。杨梅残渣与蒸馏水按1∶20 （g/mL）的料液比混合后，用1.0 mol/L HCl和NaOH溶液调节体系pH值至6.0，大火微波处理10 min 后进行固液分离，固形物于70 ℃条件下干燥至恒重，得到IDF样品。
1.3.1.4 超声辅助碱法
参考林伟达等[13]的方法，并做调整优化。杨梅残渣与4% NaOH溶液按1∶20 （g/mL）的料液比混合，将混合物进行超声处理，处理温度和时间分别为55 ℃、80 min，随后进行固液分离，固形物于70 ℃条件下干燥至恒重，得到IDF样品。
1.3.1.5 超声辅助酶法
参考林伟达等[13]的方法，并做调整优化。将杨梅残渣与蒸馏水按1∶20（g/mL）的料液比混合，用1.0 mol/L HCl溶液和NaOH溶液调节混合体系pH值至6.0，加入50 μL木瓜蛋白酶溶液，接着进行超声辅助酶解，超声温度、超声功率、超声时间分别为40 ℃、120 W、35 min，酶解完成后100 ℃热处理10 min使酶失活，随后进行固液分离，固形物于70 ℃条件下干燥至恒重，得到IDF样品。
1.3.2 理化性质测定
1.3.2.1 IDF的色泽比较
5 种方法制备的杨梅IDF样品置于混和型研磨仪中进行干磨，取研磨后的粉末进行拍照比对，并在自然光下用色卡对样品色泽进行颜色鉴定。
1.3.2.2 IDF的持水力（water holding capacity，WHC）测定
参照朱妞等[14]的方法，并做调整优化。准确称取0.1 g不同方法制备的杨梅IDF样品于50 mL离心管中，加入10 mL蒸馏水进行浸泡处理，振荡混匀，待混合液在常温静置1 h后，4 000 r/min离心20 min，离心结束后弃去上清液，称量样品湿重。IDF的WHC按公式（1）进行计算。
式中：W为样品的持水力，g/g；m为样品干样质量，g；m1为样品吸水后质量，g；m0为离心管质量，g。
1.3.2.3 IDF的持油力（oil holding capacity，OHC）测定
参照郑刚等[15]的方法，并做调整优化。精确称取0.1 g不同方法制备的杨梅IDF样品于 50 mL离心管中，加入10 mL玉米油进行浸泡处理，振荡以确保充分混合。待混合液在常温下静置1 h，4 000 r/min离心20 min，离心结束后弃去上清液，称量样品吸油后的质量。IDF的OHC按公式（2）进行计算。
式中：O为样品的持油力，g/g；m为样品干样质量，g；m1为样品吸附油脂后质量，g；m0为离心管质量，g。
1.3.2.4 IDF的膨胀率测定
参照朱妞等[14]的方法，并做调整优化。精确称取不同方法制备的杨梅IDF干样各1 g置于有刻度的试管中，按照料液比1∶50 （g/mL）的比例加入蒸馏水，振荡确保充分混合，将混合液室温放置24 h，记录不同方法制备的杨梅不溶性膳食纤维样品在试管中的自由膨胀体积。IDF膨胀率按公式（3）进行计算。
式中：N为样品的膨胀率，mL/g；N1为样品溶胀后纤维体积，mL；N2为样品干样体积，mL；M3为样品干重，g。
1.3.3 IDF的抗氧化活性测定
参考林伟达等[13]的方法，并做调整优化。将不同方法制得的杨梅IDF样品与70%乙醇溶液按1∶50 （g/mL）料液比混合，将混合液振荡混匀后在70 ℃水浴条件下浸提5 h后，于4 000 r/min离心20 min，离心结束后收集上清液作为待测样品。
1.3.3.1 IDF的DPPH自由基清除率测定
参考谢建华[16]的方法，并做调整优化。取0.5 mL待测样品液于洁净试管中，加入等体积0.1 mmol/L DPPH溶液，充分振荡混匀后室温避光反应30 min，反应结束后将各试管置于517 nm处测定样品吸光度，并按公式（4）计算DPPH 自由基清除率（D，%）。
式中：A0为DPPH溶液与超纯水（空白对照组）的吸光度；A1为无水乙醇与待测样品溶液（阴性对照组）的吸光度；A2为DPPH溶液与待测样品溶液（试验组）的吸光度。
1.3.3.2 IDF的羟基自由基清除率测定
参照谢建华[16]的方法，并做调整优化。首先配制磷酸缓冲盐溶液（phosphate buffered saline，PBS），称取8.00 g NaCl、0.20 g KCl、1.44 g Na2HPO4、0.24 g KH2PO4，溶于800 mL蒸馏水中，用HCI调节溶液的pH值至7.4，最后加蒸馏水定容至1 L。接着构建反应体系（总体积1.0 mL），并分为样品组、空白组、对照组。样品组依次加入0.2 mL PBS（50 mmol/L，pH7.4）、0.15 mL 5 mmol/L邻二氮菲、0.1 mL 7.5 mmol/L FeSO4、0.1 mL待测样品、0.1 mL 0.1% H2O2，最后补加0.35 mL蒸馏水；空白组将待测样品换成蒸馏水，对照组将待测样品和H2O2 溶液均换成蒸馏水。所有体系于37 ℃条件下水浴反应1 h，在536 nm处测定各管吸光度，并按公式（5）计算羟基自由基清除率（A，%）。
式中：A0为对照组吸光度；A1为空白组吸光度；A2为样品组吸光度。
1.3.3.3 IDF的铁离子还原抗氧化能力（ferric ion reducing antioxidant power，FRAP）测定
参照谢建华[16]的方法，并做调整优化。FRAP工作液配制：溶液A为0.01 mol/L TPTZ（0.04 mol/L HCl配制），溶液B为0.02 mol/L FeCl3，溶液C为0.3 mol/L醋酸盐缓冲液（pH3.6），临用前按溶液A∶溶液B∶溶液C=10∶1∶1（体积比）混合。
标准曲线的绘制：首先配制0～1.0 mmol/L梯度浓度的FeSO4标准溶液，准确移取0.2 mL标准溶液与3 mL FRAP工作液混合，加入0.3 mL超纯水稀释，于37 ℃恒温水浴反应10 min，立即在593 nm下测定吸光度。以FeSO4标准溶液浓度（C）为自变量，相应吸光度（A）为因变量进行线性回归分析，绘制标准曲线并制作标准曲线方程（y=0.779 7x+0.077 4，R2=0.992 8）。
各样品液在同样的条件下进行测定，并以超纯水作为空白对照（所有浓度单位均为mmol/L），通过标准曲线确定各样品液的FRAP值，测得的 FRAP 值与样品的还原能力成正比。
1.3.4 体外降血糖活性测定
1.3.4.1 α-葡萄糖苷酶抑制率测定
参照张艳秋等[17]的方法制备待测样品溶液，并做调整优化。采用梯度浓度法制备样品溶液，分别精密称取0.2～1.0 mg内5 个梯度质量（0.2、0.4、0.6、0.8、1.0 mg）的杨梅IDF干样，各加入1 mL PBS（pH7.4）进行溶解，配制得到相应浓度（0.2～1.0 mg/mL）的样品溶液。试验前使用移液枪反复吹打混匀各浓度样品溶液，确保样品充分分散均匀。
参照Ma等[18]的方法对样品进行测定，并做调整优化。以微量 96 孔板 α-葡萄糖苷酶-对硝基苯基-α-D-吡喃葡萄糖苷（4-nitrophenyl α-D-glucopyranoside，PNPG）反应体系为模型进行检测。具体操作如下：首先向反应孔中依次加入10 μL PBS、10 μL 0.4 U/mL α-葡萄糖苷酶溶液和20 μL待测样品，将反应体系充分混匀后置于恒温培养箱中37 ℃预孵育10 min，随后精确加入20 μL 2.5 mmol/L的PNPG底物溶液，继续在相同温度条件下反应20 min，结束后加入150 μL 0.2 mol/L Na2CO3溶液以终止反应，将酶标板置于405 nm处测定各微量反应体系的吸光度。试验设置阿卡波糖（1 mg/mL）为阳性对照，样品设0、0.2、0.4、0.6、0.8、1.0 mg/mL 6 个浓度，每组重复3次并设双平行。通过吸光度计算各浓度样品对α-葡萄糖苷酶的抑制率，计算公式如下。
式中：G为酶活抑制率，%；D1为空白对照（无抑制剂）的吸光度；D2为待测抑制剂组的吸光度。
1.3.4.2 IDF的葡萄糖糖吸附能力测定
参考张文莉等[19]的方法，并做调整优化，准确称取0.500 0 g杨梅IDF样品（精确至0.1 mg），按1∶50 （g/mL）的料液比加入25 mL 100 mmol/L葡萄糖标准溶液。样品经涡旋振荡混匀后，置于37 ℃恒温水浴反应3 h，反应完成后，以4 000 r/min离心20 min，收集上清液。采用3，5-二硝基水杨酸（3，5-dinitrosalicylic acid，DNS）比色法测定上清液中葡萄糖浓度，计算样品对葡萄糖的吸附量。以微量96 孔板为反应体系进行检测，依次加入10 μL 样品液、20 μL DNS试剂，沸水浴加热2 min，冷却后加入150 μL蒸馏水，在540 nm下测定吸光度。吸光度越大，表明样品对葡萄糖的吸附能力越弱，反之则强。
1.4 统计分析
所有数据平行测定 3 次。采用SPSS 27.0统计软件进行数据处理，通过单因素方差分析（one-way ANOVA）比较组间差异，显著性检验标准设定为α=0.05，当P＜0.05时，认为差异具有统计学意义。采用Origin 2024 及 SigmaPlot 15.0 软件作图。
2 结果与分析
2.1 杨梅果渣IDF的色泽分析
不同方法提取的不溶性膳食纤维样品如图1所示，色泽比较结果如表1所示。
表1 不同方法提取的不溶性膳食纤维的色泽比较
Table1 Comparison of the color of insoluble dietary fiber samples extracted by different methods
提取方法黄度红度黑度透光白度酸碱法（AAD）42.055.855.9846.12双酶法（DEM）22.3051.4411.2115.05微波辅助法（MAE）29.1625.4411.2734.13超声辅助碱法（UAAE）46.166.013.3544.48超声辅助酶法（UAEE）28.5413.0822.5835.80
图1 不同方法提取的不溶性膳食纤维样品
Fig.1 Insoluble dietary fiber samples extracted by different methods
由图 1 可知，由双酶法、微波辅助法及超声辅助酶法制备的杨梅果渣IDF样品呈红褐色，通过酸碱法和超声辅助碱法制备的杨梅果渣IDF样品则是浅褐色和黄褐色。由表1可知，在相同质量条件下，各提取方法所得IDF样品的色泽参数存在明显差异，其中超声辅助碱法制备的IDF 的黄度最高（46.16），双酶法制备的 IDF 红度最高（51.44），超声辅助酶法制备的 IDF 黑度最高（22.58），酸碱法制备的 IDF 透光白度最高（46.12）。其主要原因是在提取过程中，样品中糖类、酚类等成分不断变化，直接影响了样品的成色，从而导致色差值的差异[20]。
2.2 杨梅果渣IDF提取的得率
不同方法提取的不溶性膳食纤维样品的得率如图 2 所示。
由图2可知，5 种提取方法对不溶性膳食纤维的得率具有明显影响。其中，酸碱法的得率最低（38.90%），显著低于其他4 种方法（P＜0.05）；双酶法（63.07%）、微波辅助法（63.13%）和超声辅助酶法（64.65%）的得率相近，统计学分析显示三者无显著差异（P＞0.05）；超声辅助碱法的提取效率（53.67%）虽高于酸碱法，但明显低于前述3 种方法。
图2 不同方法提取的不溶性膳食纤维的得率
Fig.2 Yields of insoluble dietary fiber samples extracted by different methods
超声辅助酶法是一种结合超声波和酶作用的提取技术，通过适当的超声处理频率和强度增强酶活性，使酶在反应过程中发挥了更强的催化作用[21]，不仅提高了不溶性膳食纤维的得率，而且还使提取的IDF具有良好的抗氧化活性和膨胀能力。酸碱法通常用于提取植物中的多糖类物质，通过使用酸或碱溶液处理原料，溶解可溶性成分，从而分离出不溶性膳食纤维，但过酸或过碱的溶液会降解多糖[22]，同时对纤维的结构造成一定破坏，导致其功能性降低。酶法主要是针对果胶的提取，依赖于提取时间、pH值、温度和酶浓度，双酶法结合了α-淀粉酶和木瓜蛋白酶的协同作用，降解原料中的淀粉和蛋白质，提取胞内多糖成分，从而分离出IDF。这种方法节省时间且产品稳定，常与超声波、微波或复合酶结合使用，提高提取效率[22]。超声辅助碱法是在传统碱提法的基础上引入超声波技术，通过空化效应和机械效应破坏植物细胞壁，使膳食纤维更易于分离，提高了不溶性膳食纤维的提取率和纯度[23]，且超声辅助碱法比传统方法更节能、效率更高，不会污染环境或最终产品。微波辅助法是利用微波加热的快速均匀性，缩短提取时间，提高提取效率，能够显著提高果胶和半纤维素的产量[24]。然而，该方法对生物活性功能的影响并不明显，且过度加热会导致纤维降解。因此，在提取杨梅不溶性膳食纤维时，微波辅助法可能需要与其他方法结合使用，以提高其降血糖活性。
2.3 杨梅果渣IDF的理化性质分析
2.3.1 持水力
膳食纤维结构中含有大量的亲水基团（羟基、羧基等），使其表现出显著的吸水特性。膳食纤维持水力通常为自身质量的1.5倍～25.0倍[25]，能在肠道中吸收大量的水分，使粪便更加湿、软，增加粪便体积，刺激肠道蠕动，加快粪便的排出速度，减少了有害物质（如致癌物）与肠壁接触的时间，从而降低了这些物质对肠壁的毒害作用[1]。不同方法提取的不溶性膳食纤维的持水力如图3所示。
图3 不同方法提取的不溶性膳食纤维的持水力
Fig.3 Water-holding capacities of insoluble dietary fiber samples extracted by different methods
由图3可知，双酶法、微波辅助法、超声辅助酶法提取的IDF持水力显著高于酸碱法和超声辅助碱法，其中微波辅助法提取的IDF持水力最高，主要是由于微波辅助法利用微波的热效应和穿透能力，加速反应过程[24]，这种快速加热可以有效保持膳食纤维的天然结构，增加其持水性。
2.3.2 持油力
膳食纤维的持油力是指其能够吸附并保持油脂的能力，通过其表面的亲油基团吸附食物中的油脂，从而减少人体对脂肪的吸收[26]。不同方法提取的不溶性膳食纤维的持油力如图4所示。
图4 不同方法提取的不溶性膳食纤维的持油力
Fig.4 Oil-holding capacities of insoluble dietary fiber samples extracted by different methods
由图4可知，5 种提取方法中双酶法提取的 IDF 的持油力最高，酸碱法和超声辅助碱法提取的 IDF持油力均低于其他3 种方法，推测可能是碱处理导致纤维素中的木质素及半纤维素降解，减少了纤维的网络结构，从而降低了其持油能力，而在酸性条件下，H+与膳食纤维羟基的结合会抑制其油脂吸附性能[27]，因此酸碱法提取的 IDF 持油力低于超声辅助碱法。
2.3.3 膨胀率
膳食纤维吸水后在胃肠道中的膨胀，能增加胃部的体积，延缓食物的排空速度，从而增强饱腹感、减少食物的摄入量，还可以增大粪便体积，促进肠道蠕动，有助于改善便秘和促进消化系统的健康[28]。不同方法提取的不溶性膳食纤维的膨胀率如图5所示。
图5 不同方法提取的不溶性膳食纤维的膨胀率
Fig.5 Expansion rates of insoluble dietary fiber samples extracted by different methods
由图5可知，超声辅助碱法提取的IDF膨胀率（5.72 mL/g）表现最优，较酸碱法（4.61 mL/g）提高24.1%，较微波辅助法（3.64 mL/g）提升57.1%。其中微波辅助法提取的 IDF 膨胀率最低（3.64 mL/g）。
2.4 抗氧化活性
2.4.1 DPPH 自由基清除率
图6为不同提取工艺对IDF的DPPH自由基清除能力的影响。
图6 不同方法提取的不溶性膳食纤维的DPPH 自由基清除率
Fig.6 DPPH free radical scavenging rates of insoluble dietary fiber samples extracted by different methods
由图6可知，超声辅助碱法表现出最优的DPPH自由基清除率（26.95%），较酸碱法（10.05%）提高了168%，较微波辅助法（13.59%）提高了98%，较超声辅助酶法（7.21%）提高了274%，但统计学分析显示组间差异未达显著水平（P＞0.05），双酶法提取产物的抗氧化能力最弱（3.78%），与超声辅助碱法组存在统计学显著性差异（P＜0.05），但与其他3组相比无显著性差异。
2.4.2 羟基自由基清除率
图 7为不同方法提取的 IDF 的羟基自由基清除率。
由图7可知，超声辅助酶法提取的IDF表现出最强的羟基自由基清除率，达到83.33%，比酸碱法（59.42%）提高了23.91%，较双酶法（59.78%）提高了23.55%，较超声辅助碱法（60.87%）提高了22.46%，较微波辅助法（67.39%）提高了15.94%，同时统计分析显示超声辅助酶法和微波辅助法无显著差异（P＞0.05），微波辅助法与其余3 种方法（酸碱法、双酶法和超声辅助碱法）也不存在组间显著差异。
图7 不同方法提取的不溶性膳食纤维的羟基自由基清除率
Fig.7 Hydroxyl radical scavenging rates of insoluble dietary fiber samples extracted by different methods
2.4.3 铁离子还原抗氧化能力
FRAP值作为总抗氧化活性的评价指标，其数值与还原能力呈正相关[29]。不同方法提取的不溶性膳食纤维的FRAP值如图8所示。
图8 不同方法提取的不溶性膳食纤维的FRAP值
Fig.8 FRAP of insoluble dietary fiber samples extracted by different methods
由图8可知，不同提取方法中，超声辅助碱法制备的IDF显示出最高的FRAP值，达到96.51 mg/mL，显著高于酸碱法（52.34 mg/mL）、双酶法（51.27 mg/mL）和超声辅助酶法（51.27 mg/mL）提取的 IDF 的FRAP值（P＜0.05），微波辅助法提取的 IDF 的FRAP值次之，为74.07 mg/mL，与其他4 种方法均无显著性差异（P＞0.05）。
2.4.4 杨梅果渣 IDF 的体外降血糖活性
2.4.4.1 α-葡萄糖苷酶抑制活性
研究表明，α-葡萄糖苷酶抑制剂通过特异性抑制该酶活性，可有效延缓碳水化合物分解为可吸收单糖的过程[30]。不同方法提取的 IDF 的 α-葡萄糖苷酶抑制率如图 9 所示。
由图9可知，阳性对照阿卡波糖（acarbose，ACA）在0.2～1.0 mg/mL质量浓度范围内表现出稳定的高效抑制活性（抑制率＞90%），当质量浓度为0.8 mg/mL时，酸碱法、双酶法和微波辅助法提取的IDF分别达到最佳抑制效果（92%、90%和83%）；而超声辅助碱法和超声辅助酶法提取的IDF则在1.0 mg/mL浓度时呈现最高的α-葡萄糖苷酶抑制率（86%和78%）。
图9 不同方法提取的不溶性膳食纤维的α-葡萄糖苷酶抑制活性
Fig.9 Inhibitory activities of insoluble dietary fiber samples extracted by different methods against α-glucosidase
2.4.4.2 葡萄糖吸附能力
不同方法提取的 IDF 对葡萄糖的吸附能力如图10 所示。
图10 不同方法提取的不溶性膳食纤维的葡萄糖吸附能力
Fig.10 Glucose-adsorbing capacities of insoluble dietary fiber samples extracted by different methods
由图10可知，酸碱法提取的 IDF 对葡萄糖的吸附能力较好，显著高于其他几种方法，双酶法提取的 IDF 对葡萄糖的吸附能力次之。
3 结论
本研究使用酸碱法、超声辅助碱法、微波辅助法、双酶法和超声辅助酶法提取杨梅残渣中的不溶性膳食纤维，并对其进行理化性质、抗氧化活性以及降血糖活性进行测定与比较。研究结果表明，经超声辅助碱法提取的IDF表现出最优的膨胀性能，其膨胀率显著优于其他4 种提取方法（P＜0.05），相比之下，双酶法提取的IDF在持水性和持油性方面表现突出，显示出良好的亲水亲油平衡特性。在抗氧化活性方面，不同提取方法制备的IDF表现出明显的抗氧化特性差异，其中，超声辅助碱法提取的IDF展现出最强的DPPH自由基清除能力和最高的FRAP值，表明其具有优异的电子供给能力；超声辅助酶法提取的IDF则在羟基自由基清除试验中表现最佳。在降血糖水平方面，超声辅助碱法对 α-葡萄糖苷酶活性的抑制受浓度的影响较小，对葡萄糖的吸附能力表现得更稳定，且相比其他方法，超声辅助碱法在提取时间、提取得率、理化性质等方面具有优势，后期可通过优化提取条件，进一步提高杨梅残渣中不溶性膳食纤维的提取效率，为杨梅残渣的商业化利用提供技术支持，延长杨梅加工的产业链，从而提高杨梅的利用率。
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