我国是紫菜养殖生产大国，也是出口贸易最高的国家。坛紫菜 （Porphyrɑ hɑitɑnensis） 是我国特色优势海洋藻类，具有较高的经济价值。根据《2021 中国渔业统计年鉴》[1]，浙江省坛紫菜养殖面积已达1.5 万hm2，鲜紫菜产量在7.5 万t 以上。紫菜细胞中含有丰富的海藻色素蛋白[2]，它是一种天然色素活性蛋白，具有水溶性，广泛存在于各种海藻中，大多集中在藻胆体内，分布在藻类中的类囊体膜上，是海藻光合作用的重要组成部分。其中，藻红蛋白（phycoerythrin，PE）是含量较高的一类海藻色素蛋白，可占藻胆蛋白的70% 以上，最高可达干质量的2.43%[3]。藻红蛋白具有高荧光强度、抗氧化、高色度等优势，可广泛用于食品、化妆品、染料、药品等领域[4]。藻红蛋白在实际应用中，最大瓶颈问题在于其在复杂条件下结构及色泽不稳定，易受温度、pH 值、光照、金属离子、氧化剂和还原剂等多种因素的影响[5]，易发生褪色、变色等系列问题，严重影响海藻色素蛋白在食品及其他领域中的广泛应用。因此，如何提高天然食用色素的稳定性是其推广应用的关键问题。
本研究以海洋坛紫菜为原料，通过冻融法提取藻红蛋白[6]，探究天然活性组分维生素C（vitamin C，VC）与藻红蛋白相互作用及其对藻红蛋白结构和性质的影响，并得到藻红蛋白-维生素C 复配物（phycoerythrinvitamin C complex，PVC），研究其化学计量数、结合常数、结构变化，以及其在光照、热处理、pH 值处理下的稳定性，并推测其作用机理，以期为促进天然色素海藻蛋白-藻红蛋白的利用提供理论指导。
1 材料与方法
1.1 材料与试剂
坛紫菜：市售；维生素C、硫酸铵、磷酸二氢钠、磷酸氢二钠、十二烷基磺酸钠（sodium dodecyl sulfate，SDS）、福林酚、牛血清蛋白、五水硫酸铜、酒石酸钾、碳酸钠、浓盐酸、氢氧化钠、蛋白电泳分子量标准（Marker）：北京索莱宝科技有限公司。以上试剂均为分析纯。
1.2 仪器与设备
紫外分光光度计（Agilent 8453）、荧光光谱仪（Cary Eclipse）：美国安捷伦公司；扫描电子显微镜（SU-1510）：日本日立公司；磁力搅拌器（EMS-19）、数显式电热恒温水浴锅（XMTD-204）：天津欧诺仪器股份有限公司；高速粉碎机（FW80）：天津市泰斯特仪器有限公司；超声波细胞粉碎机（SCIENTZ-ⅡD）：宁波新芝生物科技股份有限公司；制冰机（SIM-F140AY65-PC）：日本松下电器产业株式会社；离心机（Centrifuge 5804R）：艾本德（上海）国际贸易有限公司；pH 计（FE28-Standard）：梅特勒-托利多国际贸易（上海）有限公司；分析天平（BSA124S）：赛多利斯（上海）贸易有限公司；动态光散射仪（Brookhaven 90Plus）：美国布鲁克海文仪器公司。
1.3 方法
1.3.1 藻红蛋白的制备
将坛紫菜用高速粉碎机研磨，过100 目筛，取3 g坛紫菜粉末加入60 mL 蒸馏水，经磁力搅拌均匀后，分别在-20 ℃和4 ℃条件下处理[7]，反复冻融3 次后取出备用。继续将冻融液磁力搅拌3 h，加蒸馏水稀释至150 mL，进行组织捣碎、超声破碎（125 W，20 min，4 ℃），纱布过滤，10 000 r/min、4 ℃离心20 min 后收集上清液。在上清液中加入硫酸铵至40% 饱和浓度[8]，静置2 h，10 000 r/min、4 ℃离心20 min 后取沉淀并溶解于磷酸盐缓冲液（0.02 mol/L，pH6.8）[9]，透析24 h，得到PE 粗提液。以上操作均需避光操作[10]。
1.3.2 十二烷基硫酸钠-聚丙烯酰胺凝胶电泳
通过十二烷基硫酸钠-聚丙烯酰胺凝胶电泳[11]（sodium dodecyl sulfate polyacrylamide gel electrophoresis，SDS-PAGE）来测量从坛紫菜中提取的PE 分子量及纯度。使用VE 180 电泳槽进行SDS-PAGE 电泳试验，电泳的浓缩胶浓度为5%，分离胶凝胶浓度为15%。使用低分子量蛋白标准品（14.4～97.4 kDa）作为标准蛋白（Marker），样品上样量为10 µL。
1.3.3 紫外可见光谱的测定
使用紫外分光光度计测定PE（0.5 µmol/L，200 µL）的紫外可见光谱。样品在200～800 nm 范围内扫描并记录其峰值吸光度。样品的蛋白浓度为0.5 µmol/L。
1.3.4 藻红蛋白-维生素C 复配物（PVC）的制备
将1.761 mg VC加入10 mL 蒸馏水，配制成1 mmol/L的VC 储备液。将不同体积的VC 添加到PE（pH6.8，3 µmol/L）中，最终VC与PE 的摩尔比分别为10∶1、20∶1、30∶1。在黑暗条件下搅拌3 h 获得均质溶液，用磷酸盐缓冲液（0.02 mol/L，pH6.8）透析以去除未结合的VC，得到不同摩尔比的PVC（VC∶PE=10∶1～30∶1）。
1.3.5 荧光淬灭试验
使用荧光光谱仪分析VC 与PE 摩尔比分别为5∶1、10∶1、15∶1、20∶1、25∶1、30∶1、35∶1、40∶1、45∶1 时，诱导藻红蛋白的荧光强度变化。试验激发狭缝和发射狭缝均为10 nm。激发波长为290 nm，扫描发射光谱为300～500 nm。将藻红蛋白-维生素C 复配物在330 nm处的荧光值根据以下方程式进行拟合[12]，得到藻红蛋白和维生素C 的化学计量数n 和结合常数K。
式中：I 为PVC 荧光强度；n 为化学计量数；K 为结合常数，均通过拟合得到；I0 和I∞分别为藻红蛋白独立结合位点完全饱和时无维生素C 和有维生素C 存在时的相对荧光强度；[P]0 和[C]0 分别为藻红蛋白和维生素C 的浓度，mol/L。
1.3.6 扫描电子显微镜（scanning electron microscope，SEM）观察
应用扫描电子显微镜观察PE 及PVC 的显微形态结构[13]。PE 溶液浓度为0.5 µmol/L，PVC 分别为不同摩尔比的复合物（VC∶PE=10∶1～30∶1），样品测定之前均需要冻干。将冻干的样品放置在干净的金属薄膜表面，将适量样品粉末均匀地分布于上层表面。由于晶体是电子的不良导体，为了提高整体成像品质，样品表面需要覆盖一层薄薄的金属涂层。随后将样品装入支架进行SEM 分析。条件设置为1 000 放大倍数和20 kV加速电压。
1.3.7 动态光散射（dynamic light scattering，DLS）
PE 溶液浓度为0.5 µmol/L，PVC 分别为不同摩尔比的复合物（VC∶PE=10∶1～30∶1）。样品处理在常温下进行，样品配制好需静置0.5 h 后，使用动态光散射仪进行测定。采用OmniSIZE 2.0 软件进行数据分析。
1.3.8 光稳定性测定
将PE 和PVC（VC∶PE=10∶1～30∶1）每个样品（3 mL，0.5 µmol/L）用自然光照射0、2、4、6、8 h，并记录样品在565 nm 处的吸收情况。样品的光稳定性通过相对吸光度的变化来表示。相对吸光度变化为自然光处理后A565（At）与自然光处理前A565（A0）的比值。每个样品测量3 次。
1.3.9 热稳定性测定
将PE 和PVC（VC∶PE=10∶1～30∶1）每个样品（3 mL，0.5 µmol/L）分别在30、40、50、60、70 ℃水浴中加热30 min（避光条件下）。记录每次处理后样品在565 nm处的吸收情况。样品的热稳定性通过相对吸光度变化来表示。相对吸光度变化为热处理后的A565（At）与热处理前的A565（A0）的比值。每个样品测量3 次。
1.3.10 pH 稳定性测定
将PE 和PVC（VC∶PE=10∶1～30∶1）每个样品（3 mL，0.5 µmol/L）置于不同pH 值（3.0、5.0、7.0、9.0、11.0）梯度下避光处理，静置30 min 后记录样品在565 nm 处的吸收情况。样品pH 稳定性通过相对吸光度变化来表示，其为pH 处理后A565（At）与pH 处理前A565（A0）的比值。每个样品测量3 次。
1.4 数据处理
所有试验均重复3 次，结果以平均值±标准差表示，采用Origin 9.0 进行制图及方差分析（analysis of variance，ANOVA）（p<0.05）。
2 结果与分析
2.1 藻红蛋白的提取与验证
2.1.1 藻红蛋白及其SDS-PAGE 图谱
采用冻融法提取藻红蛋白，蛋白产率为0.21%（质量分数），获得的藻红蛋白如图1a 所示。电泳法是分析蛋白质分子量大小的一种重要手段，通过与标准蛋白进行对照分析可以得知目标蛋白的近似分子量，对其进行SDS-PAGE 分析，并进行考马斯亮蓝染色，电泳结果如图1b 所示。
图1 藻红蛋白及其SDS-PAGE 图谱
Fig.1 PE and its SDS-PAGE map
a. 藻红蛋白；b. 藻红蛋白SDS-PAGE 电泳（条带M 为标准蛋白Marker，条带1 为藻红蛋白）。
由图1a 可知，藻红蛋白呈现典型的紫红色。由图1b 可知，藻红蛋白主要有3 个条带，分子量在14.4～21.1 kDa 时条带是藻红蛋白的α 亚基（16 kDa）和β 亚基（18 kDa）；而γ 亚基分子量较大，约为30 kDa。相关研究根据藻红蛋白来源不同，得到的藻红蛋白的相对分子质量一般为220～300 kDa[14]，与本研究提取的藻红蛋白结果一致[15-16]，且杂质条带较少，表明制备成功。
2.1.2 紫外可见光谱分析
藻红蛋白样品的紫外可见光谱如图2 所示。
图2 藻红蛋白紫外可见光谱
Fig.2 Ultraviolet spectrum of PE
由图2 可知，由于色素分子藻红胆素（phycoerythrobilin，PEB）和藻尿胆素（phycourobilin，PUB）的存在，导致PE 在紫外可见光区480～570 nm 内有较强吸收，在496、565 nm 处分别出现两个典型的完全吸收峰，且565 nm 为最大吸收峰，这是PE 中藻胆素的典型特征吸收光。在280 nm 处检测到一个吸收峰，与蛋白质的特征吸收峰对应，这与文献[17-18]报道的藻红蛋白可见光光谱特性一致，证明提取的藻红蛋白具有典型的色素分子结构。
2.2 藻红蛋白-维生素C 相互作用及复配物结构分析
2.2.1 荧光光谱分析
蛋白质上的酪氨酸残基可引发蛋白质的内源性荧光，酪氨酸荧光强度被认为是蛋白质结构变化的重要标志。当激发波长为290 nm 时，PE 在340 nm 附近具有荧光吸收峰，这主要是由于蛋白质中的酪氨酸基团表现出天然内源性荧光，因此可以利用该荧光探针来反映PE 与VC 相互作用过程中的蛋白质结构变化。PE 与VC 不同摩尔比相互作用后形成的PVC（VC∶PE=5∶1～45∶1）的荧光光谱如图3a 所示。同时，利用荧光淬灭数据进行拟合，可以获得VC 与PE 的化学计量数n 和结合常数K，它们是常用于描述两种组分之间的相互作用的参数。为了研究VC 对PE 荧光性质的影响，将340 nm 处的荧光值进行拟合，从而计算出PE结合位点上VC 的结合数量。根据荧光数据拟合方程式，计算VC 与PE 相互作用的化学计量数n 和结合常数K，拟合结果如图3b 所示。
图3 维生素C 与藻红蛋白相互作用的荧光光谱及其拟合曲线
Fig.3 Fluorescence spectrum and fitting curves of interaction between PE and VC
a. 维生素C 与藻红蛋白相互作用的荧光光谱；b. 光谱荧光峰值强度拟合曲线。
由图3a 所示，随着VC 添加量的增加，PE 的荧光逐渐淬灭。表明VC 的加入可以改变PE 的酪氨酸微环境并影响空间构象。随着VC 添加量的增加，色氨酸残基可能会移动到更亲水的环境中[19]。
由图3b 可知，n 为23.632 96±4.297 35，K=（2.006 95±0.590 45）×105 L/mol，说明一分子PE 可以与大约23 个VC 分子结合，该结果表明VC 与PE 的结合涉及范德华力和氢键等弱相互作用[20]。
2.2.2 扫描电子显微镜（SEM）
使用扫描电子显微镜（SEM）观察VC 结合对PE 分子微观结构形貌的影响，结果如图4 所示。
图4 PE 和PVC 扫描电子显微镜图
Fig. 4 Scanning electron microscope images of PE and PVC
a. 未处理的PE； b. VC 与PE 摩尔比为10∶1；c. VC 与PE 摩尔比为20∶1；d. VC 与PE 摩尔比为30∶1。
由图4 可知，PVC 的形态与未处理的PE 相比具有明显区别。随着VC 添加量的增加，PE 原有的不规则颗粒状形态（图4a），会变得更加致密并倾向于交联，形成更大的聚集形态结构（如图4b～图4d）。因此，VC 可以诱导PE 的聚合，蛋白质分子的无序聚集变成了相对有序的结构[21]。推测在结合过程中形成的非共价键，如氢键、范德华力、疏水相互作用等弱键可能会引起PE 的结构变化，从而诱导藻红蛋白密集、不规则聚集的形成[22]。PE 分子的聚集可在一定程度上促使PE 中色素分子的遮蔽效果，可能会对其稳定性产生一定影响。
2.2.3 动态光散射（DLS）
动态光散射技术可以观察溶液中的颗粒大小分布，对于检测PE 及VC 复配后的尺寸特征具有重要的作用。PVC 的动态光散射如图5 所示。
图5 PE 和PVC 的动态光散射
Fig.5 Dynamic light scattering spectrum of PE and PVC
a. 未处理的PE； b. VC 与PE 摩尔比为10∶1；c. VC 与PE 摩尔比为20∶1；d. VC 与PE 摩尔比为30∶1。
由图5a 可知，未处理的PE 形态呈现出比较好的单分散分布特征，其水合半径为32.3 nm。由图5b～图5d 可知，VC 与PE 结合后，PVC 呈现出比较明显的尺寸增大特征。VC 与PE 摩尔比为10∶1 的PVC 主体水合半径变为39.8 nm，并且出现了小部分的56.2 nm的聚集体。而VC 与PE 摩尔比为30∶1 的PVC 主体水合半径增长为66.8 nm，甚至出现了282.6 nm 的大聚集体，表明随着VC 添加量的升高，其可诱导PVC 聚集，该结果与SEM 结果一致，其原因可能是PE 与VC间的氢键、范德华力、疏水相互作用可能会引起PE 周围水合层的变化，从而诱导聚集体的产生。
2.3 藻红蛋白-维生素C 复配物（PVC）稳定性分析
2.3.1 PVC 光稳定性分析
自然光照处理后PE 及PVC 相对吸光度的变化如图6 所示。
图6 自然光照处理后PE 及PVC 相对吸光度的变化
Fig.6 Change in relative absorbance of PE and PVC after natural lighting treatment
同一光照时间不同字母表示差异显著（p<0.05）。
由图6 可知，光照时间为0～8 h 时，各样品的相对吸光度逐渐降低，但PVC 与PE 相比降低程度较小，且VC 与PE 的摩尔比越大，降低程度越小。从0～8 h，PE的相对吸光度降低了33.6%，而PVC（VC∶PE=30∶1）的相对吸光度仅降低了26.0%，光照处理4～8 h 的PVC（VC∶PE=10∶1～30∶1）的相对吸光度均明显大于PE，在光照处理4 h 后差异显著（p<0.05），PE 的相对吸光度相较PVC（VC∶PE=30∶1）的相对吸光度低12.5%，说明PVC 比PE 的色素降解速率更慢，表明VC 对PE 的光稳定性起到一定的保护作用。该发现与已报道的部分盐类或活性分子对PE 的护色作用类似[23-24]，通过维生素C 与藻红蛋白复配可以有效提升PE 中的发色团在光照环境下的稳定性，有效保护PE 上的藻红素基团，降低对光的敏感性，从而提升稳定性[25]。
2.3.2 PVC 的热稳定性分析
热处理后PE 及PVC 相对吸光度的变化如图7所示。
图7 热处理后PE 及PVC 相对吸光度的变化
Fig.7 Change in relative absorbance of PE and PVC after heat treatment
同一处理温度不同字母表示差异显著（p<0.05）。
由图7 可知，处理温度为30～70 ℃，PE 和PVC（VC与PE 摩尔比为10∶1～30∶1）的稳定性均降低，但PVC的降低程度较小，且VC 与PE 摩尔比越大，降低程度越小。与PE 相比，PVC（VC∶PE=30∶1）在60 ℃处理后的相对吸光度比PE 多保留了13.09%，处理温度50～70 ℃的PVC（VC∶PE=10∶1～30∶1）的相对吸光度均大于PE，且处理温度为60 ℃时差异最为显著（p<0.05）。因此，推测处理温度升高使藻红蛋白的空间结构被破坏，从而对其565 nm 处的光吸收度和荧光性质产生影响，VC 与PE 结合可以明显增加PE 的热稳定性。PE 作为一种色素蛋白分子对热处理具有较高的敏感性，尤其因其色素基团的热不稳定性，限制了其在热加工处理过程的应用。附着于PE 结构上的VC 分子可能对PE的发色团具有一定的屏蔽作用，从而促进了PE 的热稳定性[26-27]。因此，可以通过VC 与PE 复配的途径，促进PE 中的色素在热处理过程中的稳定性，从而增加PE 的食品应用场景和范围。
2.3.3 PVC 的pH 稳定性分析
不同pH 值环境PE 及PVC 相对吸光度的变化如图8 所示。
图8 不同pH 值环境PE 及PVC 相对吸光度的变化
Fig. 8 Change in relative absorbance of PE and PVC in different pH environments
不同字母表示差异显著（p<0.05）。
由图8 可知，pH 值为7.0 时，PE 和PVC（VC∶PE=10∶1～30∶1）的稳定性最高，光谱学性质最为稳定，通常在该条件下藻红蛋白的六聚体结构占主导地位，此时结构最稳定，蛋白不易变性。随着pH 值升高或降低，其在565 nm 处的吸光度和荧光强度与pH 值接近中性时相比明显降低，推测过酸、过碱会破坏藻红蛋白的六聚体结构，从而进一步影响其光谱学性质[28]。除pH7.0 外，PVC（VC∶PE=10∶1～30∶1）的相对吸光度均显著大于PE（p<0.05），且pH3.0 和pH11.0 条件下维生素C 与藻红蛋白不同摩尔比差异显著，pH 值由7.0 降到3.0，PE 的相对吸光度降低了16.9%，而PVC（VC∶PE=30∶1）的相对吸光度仅降低了9.8%，PVC（VC∶PE=30∶1）的相对吸光度比PE 高7.1%。因此，推测VC 的结合可以提高PE 的pH 稳定性，并且VC 与PE 的摩尔比越高，PE 的稳定性就越高。在偏离中性pH 值条件下，PE 中的色素分子对溶液中pH 值的敏感性逐渐增强，VC 与PE 复配后形成的复合物可能会改变PE 分子结构的空间位阻效应[29]，并对维持PE 的空间构象具有重要稳定作用，提升了PE 分子在酸碱环境下的稳定性。
3 结论
本研究以坛紫菜为原料，通过冻融法提取藻红蛋白，探究维生素C 与藻红蛋白相互作用及其对藻红蛋白稳定性的促进作用，分析维生素C 与藻红蛋白之间的化学计量数n、结合常数K、复配物结构变化、尺寸分布，以及不同摩尔比复配物的温度、光照、pH 值条件下的稳定性。VC 的加入可以改变PE 的酪氨酸微环境并影响空间构象，并可以诱导PE 的聚合，使其变得更加致密并倾向于交联，形成更大的聚集形态结构。本研究还发现维生素C 可有效提升藻红蛋白的光、热、pH 稳定性，且随着VC 添加量的增加，PE 的稳定性越高，从而阐释了维生素C 对藻红蛋白稳定性的促进作用。本研究对促进藻红蛋白的开发及稳定性的保持具有一定的指导作用，为将藻红蛋白应用于食品及相关领域提供一定研究基础。
[1] 王丹, 吴反修. 2021 中国渔业统计年鉴[M]. 北京: 中国农业出版社, 2021.WANG Dan, WU Fanxiu. 2021 China fishery statistical yearbook[M]. Beijing: China Agriculture Press, 2021.
[2] SIMOVIC A, COMBET S, CIRKOVIC VELICKOVIC T, et al. Probing the stability of the food colourant R-phycoerythrin from dried nori flakes[J]. Food Chemistry, 2022, 374: 131780.
[3] 郭雷, 王淑军, 郝倩, 等. 紫菜多糖和藻红蛋白生物活性的研究进展[J]. 食品研究与开发, 2010, 31(6): 182-185.GUO Lei, WANG Shujun, HAO Qian, et al. Advances in the biological functions of polysaccharide and phycoerythrin in Porphyrɑ[J].Food Research and Development, 2010, 31(6): 182-185.
[4] GARGOUCH N, KARKOUCH I, ELLEUCH J, et al. Enhanced Bphycoerythrin production by the red microalga Porphyridium mɑrinum: A powerful agent in industrial applications[J]. International Journal of Biological Macromolecules, 2018, 120: 2106-2114.
[5] HSIEH-LO M, CASTILLO G, OCHOA-BECERRA M A, et al. Phycocyanin and phycoerythrin: Strategies to improve production yield and chemical stability[J]. Algal Research, 2019, 42: 101600.
[6] 付晓苹. 红毛藻及坛紫菜藻红蛋白的分离纯化与相关性质的研究[D]. 厦门: 集美大学, 2007.FU Xiaoping. Purification and characterization of phycoerythrins from Bɑngiɑ fusco-purpureɑ and Porphyrɑ hɑitɑnensis[D]. Xiamen:Jimei University, 2007.
[7] PUNAMPALAM R, KHOO K S, SIT N W. Evaluation of antioxidant properties of phycobiliproteins and phenolic compounds extracted from Bɑngiɑ ɑtropurpureɑ[J]. Malaysian Journal of Fundamental and Applied Sciences, 2018, 14(2): 289-297.
[8] 蔡思学, 李月, 王芳, 等. 红毛藻R-藻红蛋白的提取纯化及在Cu2+检测中的应用[J]. 中国食品学报, 2022, 22(9): 276-284.CAI Sixue, LI Yue, WANG Fang, et al. Extraction and purification of R-phycoerythrin in Bɑngiɑ fusco-purpureɑ and its application in Cu2+ detection[J]. Journal of Chinese Institute of Food Science and Technology, 2022, 22(9): 276-284.
[9] 蔡春尔, 李春霞, 藤一悦, 等. 条斑紫菜藻红蛋白粗提方法比较[J]. 上海海洋大学学报, 2012, 21(3): 368-373.CAI Chun′er, LI Chunxia, TENG Yiyue, et al. Comparison of crude extraction methods of phycoerythrin from Porphyrɑ yezoensis[J].Journal of Shanghai Ocean University, 2012, 21(3): 368-373.
[10] 付晓苹, 周琼, 翁凌, 等. 红毛藻藻红蛋白的分离纯化及性质研究[J]. 食品科学, 2006, 27(12): 482-486.FU Xiaoping, ZHOU Qiong, WENG Ling, et al. Purification and characterization of phycoerythrin from Bɑngiɑ fusco-purpureɑ[J].Food Science, 2006, 27(12): 482-486.
[11] 迟玲玲, 王京燕, 于娜, 等. SDS-PAGE 电泳蛋白染色方法研究进展[J]. 山东化工, 2023, 52(15): 117-119.CHI Lingling, WANG Jingyan, YU Na, et al. Research progress of SDS-PAGE electrophoretic protein staining method[J]. Shandong Chemical Industry, 2023, 52(15): 117-119.
[12] BOU-ABDALLAH F, ZHAO G H, BIASIOTTO G, et al. Facilitated diffusion of iron(II) and dioxygen substrates into human H-chain ferritin. A fluorescence and absorbance study employing the ferroxidase center substitution Y34W[J]. Journal of the American Chemical Society, 2008, 130(52): 17801-17811.
[13] 赵雪, 陈越, 陈逸, 等. 扫描电镜在天然药物显微鉴定中的应用进展[J]. 精细化工中间体, 2023, 53(1): 16-21, 48.ZHAO Xue, CHEN Yue, CHEN Yi, et al. Application of scanning electron microscopy in the microscopic identification of natural drugs[J]. Fine Chemical Intermediates, 2023, 53(1): 16-21, 48.
[14] 王翠芹. 坛紫菜R-藻红蛋白的分离纯化工艺与分析鉴定[D]. 大连: 大连理工大学, 2011.WANG Cuiqin. Extraction and purification of R-phycoerythrin from porphyra haitanensis and its analysis[D]. Dalian: Dalian University of Technology, 2011.
[15] ZHAO M R, SUN L, SUN S C, et al. The 42.1 and 53.7 kDa bands in SDS-PAGE of R-phycoerythrin from Polysiphoniɑ urceolɑtɑ[J].International Journal of Biological Macromolecules, 2013, 60: 405-411.
[16] SINTRA T E, BAGAGEM S S, GHAZIZADEH AHSAIE F, et al.Sequential recovery of C-phycocyanin and chlorophylls from Anɑbɑenɑ cylindricɑ[J]. Separation and Purification Technology, 2021,255: 117538.
[17] 董硕, 姜璐瑶, 聂岩, 等. 条斑紫菜R-藻红蛋白的分离纯化及稳定性研究[J]. 绿色科技, 2022, 24(22): 210-214.DONG Shuo, JIANG Luyao, NIE Yan, et al. Isolation, purification and stability of phycoerythrin from Porphyrɑ yezoensis ueda[J]. Journal of Green Science and Technology, 2022, 24(22): 210-214.
[18] TONG X Y, PRASANNA G, ZHANG N, et al. Spectroscopic and molecular docking studies on the interaction of phycocyanobilin with peptide moieties of C-phycocyanin[J]. Spectrochimica Acta Part A: Molecular and Biomolecular Spectroscopy, 2020, 236:118316.
[19] TANG B, HUANG Y M, MA X L, et al. Multispectroscopic and docking studies on the binding of chlorogenic acid isomers to human serum albumin: Effects of esteryl position on affinity[J]. Food Chemistry, 2016, 212: 434-442.
[20] HOERNKE M, SCHWIEGER C, KERTH A, et al. Binding of cationic pentapeptides with modified side chain lengths to negatively charged lipid membranes: Complex interplay of electrostatic and hydrophobic interactions[J]. Biochimica et Biophysica Acta, 2012,1818(7): 1663-1672.
[21] ITOH T, YAMADA S, OHTA I, et al. Identifying active progeny virus particles in formalin-fixed, paraffin-embedded sections using correlative light and scanning electron microscopy[J]. Laboratory Investigation, 2023, 103(1): 100020.
[22] FREDDI G, ANGHILERI A, SAMPAIO S, et al. Tyrosinase-catalyzed modification of Bombyx mori silk fibroin: Grafting of chitosan under heterogeneous reaction conditions[J]. Journal of Biotechnology, 2006, 125(2): 281-294.
[23] SUKHINOV D V, GORIN K V, ROMANOV A O, et al. Increased Cphycocyanin extract purity by flocculation of Arthrospirɑ plɑtensis with chitosan[J]. Algal Research, 2021, 58: 102393.
[24] MENG D M, ZHANG L Q, WANG Q E, et al. Self-assembly of phycoerythrin with oligochitosan by electrostatic interaction for stabilization of phycoerythrin[J]. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 2021, 69(43): 12818-12827.
[25] SUN Y F, CUI Y M, WANG R H, et al. The hydrolysis of pigmentprotein phycoerythrin by bromelain enhances the color stability[J].Foods, 2023, 12(13): 2574.
[26] BAEK E J, GARCIA C V, SHIN G H, et al. Improvement of thermal and UV-light stability of β-carotene-loaded nanoemulsions by water-soluble chitosan coating[J]. International Journal of Biological Macromolecules, 2020, 165: 1156-1163.
[27] SHIN G H, KIM J T, PARK H J. Recent developments in nanoformulations of lipophilic functional foods[J]. Trends in Food Science &Technology, 2015, 46(1): 144-157.
[28] 董硕, 蒲洋, 聂岩, 等. 红胞藻藻红蛋白的分离纯化及稳定性研究[J]. 食品科技, 2023, 48(4): 230-236.DONG Shuo, PU Yang, NIE Yan, et al. Isolation, purification and stability of phycoerythrin from Rhodomonɑs sp[J]. Food Science and Technology, 2023, 48(4): 230-236.
[29] ZHANG Y D, ZHANG L Q, HU J N, et al. The structural characterization and color stabilization of the pigment protein-phycoerythrin glycosylated with oligochitosan[J]. Food Hydrocolloids, 2023, 136:108241.