燕窝是雨燕科金丝燕属鸟类分泌出的唾液与其羽毛在岩洞深处筑成的巢窝[1],近年来,随着功能食品市场的日益活跃,市售的燕窝制品也越来越丰富。燕窝富含丰富的营养物质,已有大量研究对燕窝营养成分、各方面功能及机理进行探索,研究表明燕窝具有抗病毒、提高免疫力、改善皮肤状态、抗衰老、促进细胞增殖、调节肠道菌群结构等方面的作用[2]。
目前,燕窝行业经历了干燕窝、即食燕窝、鲜食炖煮燕窝3 个时代。干燕窝由于原料难鉴别、炖煮过于繁琐等原因未在市场普及；即食燕窝是一种罐头食品,开盖即食,但因储藏时间过长、有添加剂风险等原因,无法满足人们对燕窝滋补功能的基本需求。因此,出现新类别低温炖煮燕窝,其有別于传统的干燕窝和即食燕窝,要求当天炖煮、冷鲜配送,为消费者提供便利,已成为当前燕窝市场的主流。干燕窝经过挑拣、泡发、罐装、杀菌的加工工艺制成鲜食炖煮燕窝成品,不同的炖煮燕窝杀菌温度各不相同,可见杀菌温度是炖煮燕窝加工中的重要步骤,然而炖煮燕窝的生产工艺尚无统一标准,且不同杀菌温度对炖煮燕窝功能活性的影响尚不明确。因此,探究不同杀菌温度对功能活性的影响具有一定必要性。本研究以炖煮燕窝为研究对象,探究95 ℃和115 ℃杀菌炖煮燕窝对小鼠生长发育及肠道菌群的影响,为炖煮燕窝的生产标准制定及功能评价奠定理论基础。
1 材料与方法
1.1 实验动物
C57BL/6N小鼠[SPF级,7周龄,雄性,体质量（22±2）g]：北京维通利华实验动物有限公司,生产许可证号：SYXK（京）2017-0033。参照GB 14925—2010《实验动物 环境及设施》中规定进行饲养。本研究符合动物福利标准并通过普尼测试集团有限公司动物实验伦理委员会的认证,伦理证号：PONY-2021-FL-18。
1.2 材料与试剂
95 ℃杀菌炖煮燕窝、115 ℃杀菌炖煮燕窝、干燕窝：市售；生理盐水、4%多聚甲醛通用型组织固定液：北京索莱宝生物科技有限公司；FastDNA® Spin Kit for Soil试剂盒：美国MP Biomedicals公司。
1.3 仪器与设备
清醒小动物体成分分析仪（MesoQMR23-060H-1）：苏州纽迈分析仪器股份有限公司；实验动物监测代谢笼（LE4004XFL）：美国哥伦布公司；OxyletPro小动物全面监测系统（LE405）：西班牙Panlab公司；多功能粉碎研磨仪（150）：上海万柏生物科技有限公司；测序仪（a Novaseq 6000）：美国lllumina公司；真空冷冻干燥机（LGJ-10）：北京松源华兴生物技术有限公司。
1.4 方法
1.4.1 燕窝样品制备方法
炖煮燕窝匀浆制备：炖煮燕窝放于-80 ℃冰箱冷冻24 h,使用真空冷冻干燥机进行冷冻干燥48 h,将冷冻干燥好的炖煮燕窝用研磨仪研磨成粉末备用。
干燕窝样品制备：干燕窝直接均质成粉末,放入离心管密封,置于-80 ℃冰箱冷冻保存,备用。
1.4.2 动物分组与灌胃剂量
7周龄C57BL/6N小鼠适应性喂养一周后分为4 组,每组10只,组别及灌胃剂量如表1所示,实验组每天每只灌胃0.2 mL燕窝样品（参照药理实验方法学比表面积计算法） ,实验周期90 d。小鼠正常采食饮水,饲养环境温度（23±2）℃,相对湿度50%～60%,12 h交替照明,每周称重1 次,实验最后1 d取小鼠粪便放于无菌冻存管中置于-80 ℃冰箱保存并禁食小鼠12 h,麻醉处死小鼠。
表1 动物实验小鼠分组及灌胃剂量
Table 1 Grouping and gavage dose of mice in animal experiment
组别空白对照组干燕窝组95 ℃杀菌炖煮燕窝组115 ℃杀菌炖煮燕窝组灌胃溶液配制生理盐水1.65 g干燕窝粉末溶于20 mL生理盐水2.16 g 95 ℃杀菌炖煮燕窝粉末溶于20 mL生理盐水2.16 g 115 ℃杀菌炖煮燕窝粉末溶于20 mL生理盐水
1.4.3 小鼠基础代谢及体成分的测定
在小鼠灌服燕窝期间,对小鼠体质量变化进行记录,并计算单位时间小鼠体质量增长速率,使用OxyletPro小动物全面监测系统监测小鼠的氧气和二氧化碳消耗速率、呼吸熵、自发活动量以及体质量变化,用清醒小动物体成分分析仪测定小鼠的体成分含量（瘦肉含量、脂肪含量）并记录。
1.4.4 小鼠肠道菌群16S rRNA测序
采用16S rRNA 方法对小鼠粪便进行测定,用试剂盒提取每组粪便样品的总DNA,并通过1% 琼脂糖凝胶电泳测定DNA完整性。然后进行聚合酶链式反应产物鉴定、纯化。采用Illumina公司Miseq PE300/NovaSeq PE250平台进行高通量测序。测序工作由上海美吉生物医药科技有限公司完成。
1.5 数据分析
本实验所得数据均采用GraphPad Prism 8和SPSS 26.0数据处理系统进行统计学分析,数据以平均值±标准差的形式表示。组间比较采用最小显著差异检验,P<0.05则具有显著性差异。
2 结果与分析
2.1 不同杀菌处理对小鼠体质量及体成分的影响
小鼠体质量及体成分测定分析结果如图1所示。
图1 不同杀菌处理的燕窝对小鼠体成分的影响
Fig.1 Effects of bird's nest with different sterilization treatments on body composition of mice
A.体质量变化；B.体质量增长速率；C.瘦肉含量；D.脂肪含量。*表示实验组与空白对照组间存在显著性差异,P<0.05。
由图1可知,在90 d的实验期内,各组小鼠体质量呈现上升趋势,前9周各组小鼠体质量变化趋势相近,呈上升趋势,第10周开始,空白对照组小鼠体质量持续增长,灌服燕窝组体质量增长速率较缓,体质量保持平稳状态,且95 ℃杀菌炖煮燕窝组和干燕窝组较115 ℃杀菌炖煮燕窝组体质量增长速率较慢,与空白对照组相比有显著性差异（P<0.05）；小鼠体成分含量测定结果表明,在服用燕窝后,小鼠瘦肉含量显著高于空白对照组（P<0.05）,服用95 ℃杀菌炖煮燕窝的小鼠瘦肉率是空白对照组的1.3倍；另外,灌服燕窝组小鼠脂肪含量较空白对照组显著下降（P<0.05）,且95 ℃杀菌炖煮燕窝组的脂肪含量是空白对照组的70%。综上,95 ℃杀菌炖煮燕窝能更有效地改变小鼠体成分。
2.2 炖煮燕窝对小鼠能量代谢的影响
为探究服用炖煮燕窝对小鼠基础代谢的影响,利用全面监测系统监测小鼠代谢指标,包括小鼠的呼吸熵、能量消耗以及活动能力,其中呼吸熵是同一时间二氧化碳产生量和氧气消耗量的比值,其数值一般约为0.7～1.0,反映了小鼠糖代谢和脂代谢的状态,是衡量能量代谢的关键参数,当小鼠呼吸熵在1.0左右,机体主要由糖类提供能量,当小鼠呼吸商在0.7左右,机体主要由脂肪提供能量[3],统计分析小鼠48 h内的基础代谢情况,结果如图2所示。
图2 不同杀菌处理的燕窝对小鼠基础代谢的影响
Fig.2 Effects of bird's nest with different sterilization treatments on basal metabolism of mice
A.呼吸熵；B能量消耗；C.活动能力。*表示实验组与空白对照组间存在显著性差异,P<0.05。
由图2可知,在灌服燕窝后,各组小鼠呼吸熵波动范围为0.97～1.12,115 ℃杀菌炖煮燕窝组的小鼠呼吸熵较其他各组数值相对较高,但各组间无显著性差异（P>0.05）,各组小鼠的呼吸熵的平均值为1.05±0.03,处于糖类供能范围,表明灌服燕窝后不会改变机体的供能方式；在测定小鼠基础代谢实验过程中,小鼠活动能力变化情况各组间无显著差异（P>0.05）；能量消耗方面,灌服干燕窝组能量消耗是空白对照组的1.3倍（P<0.05）,其他组与空白对照组无显著差异。综上,灌服炖煮燕窝对小鼠基础代谢无显著影响。
2.3 炖煮燕窝对小鼠肠道菌群的影响
2.3.1 小鼠肠道菌群Alpha多样性分析
对各组小鼠粪便进行高通量测序,研究小鼠肠道菌群,共获得 40 个样本,优化 有效 16S rRNA 序列2 977 848,在将每个样本按相同的测序深度分别取样并聚类后,获得识别度为 97%的操作分类单元（operational taxonomic units,OTU）。稀释度曲线如图3 所示。
图3 肠道菌群稀释曲线
Fig.3 Dilution curve of gut microbiota
由图3可知,随抽样序列数的增长,曲线最终趋于平稳,当稀释曲线趋于平缓,表明测序数据达到饱和,测试合理,能够覆盖小鼠肠道微生物组群落的绝大部分物种。
小鼠肠道菌群Alpha多样性分析结果如图4所示。
图4 小鼠肠道菌群Alpha多样性分析
Fig.4 Alpha diversity analysis of gut microbiota of mice
A.丰富度；B.多样性。**表示实验组与空白对照组间存在极显著性差异,P<0.01。
由图4可知,灌服燕窝组可以增加肠道菌群的多样性,与空白对照组相比,灌服燕窝组小鼠的肠道菌群丰富度增加,但各组间无显著性差异（P>0.05）；灌服燕窝组小鼠的肠道菌群多样性增加,其中95 ℃杀菌炖煮燕窝组和115 ℃杀菌炖煮燕窝组肠道菌群的多样性较空白对照组极显著增加（P<0.01）。表明炖煮燕窝可以显著改变小鼠肠道菌群多样性。
2.3.2 小鼠肠道菌群Beta多样性分析
小鼠肠道菌群主成分分析（principal component analysis,PCA）结果如图5所示。
图5 小鼠肠道微生物群落PCA
Fig.5 PCA of intestinal microbial community of mice
分别在属水平和OTU水平分析小鼠肠道菌群变化,由图5可知,小鼠肠道菌群存在独立聚类,空白对照组和灌服燕窝组小鼠的肠道微生物群落具有显著性差异（P=0.002）,PC1变异解释为14.60%,PC2变异解释为9.96%,表明在灌服燕窝后小鼠肠道菌群发生明显改变,进一步在OTU水平分析,结果表明,空白对照组和灌服燕窝组小鼠的肠道微生物群落具有显著差异（P=0.001）,PC1变异解释为11.81%,PC2变异解释为8.59%,95 ℃杀菌炖煮燕窝组、干燕窝组和115 ℃杀菌炖煮燕窝组在PC1水平上和PC2水平上可以与空白对照组明显区分开,表明灌服燕窝后小鼠的肠道菌群结构发生了明显改变,其中95 ℃杀菌炖煮燕窝改变较115 ℃杀菌炖煮燕窝组更显著。
2.3.3 小鼠肠道菌群物种组成分析
在属水平上对小鼠肠道微生物群落相对丰度占比进行分析,结果如图6所示。
图6 小鼠肠道菌群微生物群落多样性分布
Fig.6 Distribution of microbial community diversity in gut microbiota of mice
由图6可知,各实验组小鼠的肠道优势菌群均为毛螺菌属（Lachnospiraceae）,其中空白对照组小鼠肠道菌群中毛螺菌属的相对丰度为18.70%,干燕窝组小鼠肠道菌群中的毛螺菌属相对丰度为33.22%,95 ℃杀菌炖煮燕窝组小鼠肠道菌群中的毛螺菌属相对丰度为42.57%,115 ℃杀菌炖煮燕窝组小鼠肠道菌群中的毛螺菌属相对丰度为30.81%,实验组小鼠肠道菌群中的毛螺菌属相对丰度均高于空白对照组,表明灌服燕窝后小鼠肠道菌群中的毛螺菌属含量增加,与空白对照组相比,95 ℃杀菌炖煮燕窝组毛螺菌属含量显著增加（P<0.05）；其次空白对照组小鼠肠道菌群中的乳酸菌属（Lactobacillus）相对丰度为1.00%,95 ℃杀菌炖煮燕窝组小鼠肠道菌群中乳酸菌属相对丰度为20.26%,显著高于空白对照组（P<0.05）,干燕窝组与115 ℃杀菌炖煮燕窝组小鼠肠道菌群中乳酸菌属相对丰度分别为11.95%和7.10%,均高于空白对照组；空白对照组小鼠肠道菌群中Muribaculaceae相对丰度为1.30%,95 ℃杀菌炖煮燕窝组小鼠肠道菌群中Muribaculaceae相对丰度为7.61%,干燕窝组与115 ℃杀菌炖煮燕窝组小鼠肠道菌群中Muribaculaceae相对丰度为12.35%和3.72%,表明小鼠服用炖煮燕窝后肠道中Muribaculaceae含量均增加。
空白对照组小鼠肠道菌群中脱硫弧菌属（Desulfovibrio）相对丰度为15.04%,95 ℃杀菌炖煮燕窝组小鼠肠道菌群中脱硫弧菌属（Desulfovibrio）相对丰度为3.96%,干燕窝组与115 ℃杀菌炖煮燕窝组小鼠肠道菌群中脱硫弧菌属（Desulfovibrio）相对丰度分别为3.63%和9.30%,实验组小鼠肠道菌群中脱硫弧菌属含量显著下降,表明小鼠服用炖煮燕窝后肠道中有害菌含量均减少,其中95 ℃杀菌炖煮燕窝组效果较显著。在属水平上服用燕窝实验组以及空白对照组的小鼠肠道菌群类别相对丰度小于0.01的统一归为其它。结果显示在不同分组中,95 ℃杀菌炖煮燕窝组小鼠肠道菌群的毛螺菌属以及乳酸菌属占比最大,空白对照组中脱硫弧菌属的占比较其他组大。
2.3.4 小鼠肠道菌群物种差异分析
小鼠肠道菌群物种差异分析如图7所示。
图7 肠道菌群物种差异分析
Fig.7 Analysis of species differences in gut microbiota
A.多物种差异检验柱形图；B.线性判别分析（linear discriminant analysis,LDA）图。*表示实验组与空白对照组间存在显著差异,P<0.05；**表示实验组与空白对照组间存在极显著差异,P<0.01。
由图7A可知,在空白对照组、95 ℃杀菌炖煮燕窝组、干燕窝组、115 ℃杀菌炖煮燕窝组中,基于属水平对前15 个丰度不同的物种丰度进行单因素方差分析,用于各组的丰度比较。分析发现空白对照组中脱硫弧菌属相对丰度显著高于其他组（P<0.05）,95 ℃杀菌炖煮燕窝组毛螺菌属显著高于空白对照组（P<0.05）,空白对照组肠中杆菌属相对丰度显著高于其他实验组（P<0.05）。
线性判别分析与效应大小测量相结合,确定了丰度上具有显著差异的特征分类群。LDA判别柱形图仅显示LDA得分大于2的分类群。由图7B可知,脱硫弧菌属是空白对照组小鼠中最丰富的属,毛螺菌属是95 ℃杀菌炖煮燕窝组小鼠和115 ℃杀菌炖煮燕窝组小鼠中最丰富的属。
2.3.5 小鼠肠道菌群与体成分的相关性分析
在OTU水平上对小鼠肠道菌群与体成分进行相关性分析,小鼠肠道菌群与体成分冗余分析（redundancy analysis,RDA）结果和肠道菌群的菌落类型与体成分的相关性分析如图8所示。
图8 小鼠体成分与肠道菌群相关性分析图
Fig.8 Correlation analysis between body composition of mice and gut microbiota
A.db-RAD 图；B.体成分与肠道菌群相关性热图。*表示显著性相关,P<0.05；**表示极显著性相关,P<0.01。
由图8A可知,db-RDA可以直观地看出样本分布和体成分间的关系[4],CAP1解释的物种变量为9.69%,CAP2解释的物种变量为2.87%；空白对照组样本处于第二、三象限,95 ℃杀菌炖煮燕窝组和干燕窝组样本集中在第一、四象限,115 ℃杀菌炖煮燕窝组样本分布在第一、二、三象限,空白对照组和灌服115 ℃杀菌炖煮燕窝组样本分布区域在第一、三象限有重叠部分,与95 ℃杀菌炖煮燕窝和干燕窝样本分布区域无重叠部分,表明影响95 ℃杀菌炖煮燕窝和干燕窝小鼠肠道菌群结构的主要环境因子与空白对照组不同；根据环境因子与原点连线的长度可知,小鼠瘦肉率含量与95 ℃杀菌炖煮燕窝、115 ℃杀菌炖煮燕窝和干燕窝小鼠肠道菌群相对丰度呈正相关,与空白对照组小鼠肠道菌群相对丰度呈负相关；小鼠脂肪含量与空白对照组小鼠肠道菌群相对丰度呈正相关,与95 ℃杀菌炖煮燕窝、115 ℃杀菌炖煮燕窝和干燕窝小鼠肠道菌群相对丰度呈负相关。结果表明葡萄球菌（Staphylococcus）、Lachnoclostridium与小鼠瘦肉含量呈正相关（P<0.05）,脱硫弧菌属（Desulfovibrio）、Faecalibaculum与小鼠瘦肉含量呈负相关（P<0.05）,脱硫弧菌属（Desulfovibrio）、Enterorhabdus、Faecalibaculum与小鼠脂肪含量呈正相关（P<0.05）,毛螺菌属（Lachnospiraceae）、葡萄球菌（Staphylococcus）与小鼠脂肪含量呈负相关（P<0.05）。综上,小鼠体成分与肠道菌群具有显著相关性,灌服炖煮燕窝可以通过调节小鼠肠道菌群改变小鼠体成分含量,且95 ℃杀菌炖煮燕窝效果更显著。
3 讨论与结论
3.1 讨论
探究炖煮燕窝对小鼠生长发育的影响,其中体质量是反映肥胖程度的重要指标[5],已有研究表明小鼠在服用炖煮燕窝后体质量增长速率变缓,体成分中脂肪含量显著下降,瘦肉含量显著增加,表明服用炖煮燕窝有减重减脂的潜力,与文献结果一致[6]。影响体质量变化的基本要素是机体的热能消耗量,能量消耗是指人体活动时消耗体内能量的过程结果[7],机体的能量消耗主要包括3部分：基础代谢率、食物的热效应、运动的热效应[5],然而服用炖煮燕窝与空白对照组无显著差异；结果显示小鼠机体供能方式不变。
近年来,越来越多的证据表明肥胖与肠道微生态密切相关[8],研究表明,肠道微生物会影响营养素的获取和能量调节,肠道微生物之间的相互作用在宿主能量平衡中起着重要作用[9]。人体的健康离不开肠道菌群,提高动物肠道有益菌数量,减少有害菌相对丰度,是保证肠道健康的重要途径[10],肠道益生菌具有参与调控宿主代谢、免疫、内分泌等多种生理功能[11],可通过增强肠黏膜屏障、减少肠道炎症、抑制致病菌活性、调节细胞的增殖和凋亡反应等作用机制来维持机体胃肠道健康[12],95 ℃杀菌炖煮燕窝可以有效提高有益菌含量,一定程度上对肠道健康起到重要作用；肠道益生菌对维护肠道微生物菌群起重要调节作用[13]。肠道中的益生菌双歧杆菌、乳酸杆菌的补充可有效缓解肠道紊乱[14],其中乳酸杆菌不仅可以降低促炎因子水平、保持肠道屏障完整性,还可以通过调节色氨酸代谢,调节情绪变化,对抑郁症相关症状起到改善作用[15],在提高机体自身免疫能力、促进宿主代谢吸收、促进营养物质的吸收、增加维生素合成等方面产生正向调节作用,从而保持肠道微生物有健康的生态环境[16],小鼠在服用炖煮燕窝后,肠道菌群中的毛螺菌属、乳酸菌属和Muribaculaceae相对丰度均显著提高,肠道菌群丰富度和多样性也发生了改变。肠道益生菌毛螺菌发酵产生乙酸和丁酸,是为宿主提供能量的主要来源[17]。Muribaculaceae与炎症状态呈负相关,参与抗炎机制,是一种有益菌[18]。实验结果表明小鼠服用炖煮燕窝后,Lachnoclostridium与小鼠瘦肉含量呈正相关（P<0.05）。Lachnoclostridium是肠道微生物群落中的重要成员,能够发酵多糖类物质产生短链脂肪酸,如丁酸和乙酸等[19],这些物质对肠道上皮细胞的生长和肠道屏障功能的增强具有积极作用,同时也具有抗炎作用[20]。脱硫弧菌是一种有害菌,可通过还原反应产生硫化氢、对肠道黏膜产生破坏作用,且能降解有机酸和短链脂肪酸等物质[21],服用炖煮燕窝后小鼠肠道菌群中脱硫弧菌含量明显减少,脱硫弧菌也被称为硫酸盐还原菌,属于变形菌门[22]。由于硫化氢的产生,硫酸盐还原菌被认为会对肠道上皮产生毒性[23],导致胃肠道疾病,脱硫弧菌属是炎症性肠病的潜在生物标志物[24]。
燕窝含有丰富的蛋白质、唾液酸、氨基酸等营养物质,研究发现,在灌服炖煮燕窝后,小鼠的体成分发生明显改变,且其肠道菌群发生改变,通过相关性分析发现小鼠体成分的改变与菌群有显著关联,表明炖煮燕窝可通过肠道菌群的结构及微生物群落的变化调控小鼠体成分,然而小鼠肠道菌群的代谢物质对机体的调控作用机制尚不明确,还需要进一步探究。
3.2 结论
通过探究不同杀菌方式的炖煮燕窝对小鼠生长发育及肠道菌群的影响,发现小鼠在服用95 ℃杀菌炖煮燕窝后可以显著改善机体成分,小鼠瘦肉含量显著增加（P<0.05）,脂肪含量显著降低（P<0.05）,对基础代谢能力无显著影响,小鼠服用95 ℃杀菌炖煮燕窝后还可以调节肠道菌群结构,增加有益菌含量,改变小鼠肠道菌群丰富度及多样性,表明95 ℃杀菌炖煮燕窝可通过肠道菌群有效调节体成分的变化,从而促进机体保持健康状态。
[1]简叶叶, 李庆旺, 庄培荣.燕窝和燕碎的营养价值对比研究[J].食品安全导刊, 2020(9): 121-122.JIAN Yeye, LI Qingwang, ZHUANG Peirong.Comparative study on nutritional value of bird′s nest and swallow shreds[J].China Food Safety Magazine, 2020 (9): 121-122.
[2]梅秀明, 吴肖肖, 乔玲, 等.燕窝的营养成分和危害因子分析[J].现代食品科技, 2020, 36(2): 277-282, 178.MEI Xiuming, WU Xiaoxiao, QIAO Ling, et al.Nutrient composition and hazard factors of the edible bird′s nest[J].Modern Food Science and Technology, 2020, 36(2): 277-282, 178.
[3]姚智颉.膳食补充乳酸对小鼠肥胖及白色脂肪棕色化的影响[D].无锡: 江南大学, 2021.YAO Zhijie.Effects of dietary lactic acid supplementation on obesity and browning of white fat in mice[D].Wuxi: Jiangnan University, 2021.
[4]赵枫, 关素珍, 王凯等.母鼠在不同应激状态下子鼠肠道菌群结构与环境因子关系[J].中国公共卫生, 2021, 37(5): 834-839.ZHAO Feng, GUAN Suzhen WANG Kai, et al.Effect and Mechanism of different maternal stress exposure on gut microbiota in offspring rats.[J].Chinese Journal of Public Health, 2021, 37(5): 834-839.
[5]黄徐根, 冯连世, 徐建方, 等.低氧训练过程中大鼠体重及能量代谢的变化[J].体育科学, 2007, 27(10): 61-68, 96.HUANG Xugen, FENG Lianshi, XU Jianfang, et al.Changes of body weight and energy metabolism of SD rats during hypoxic training[J].China Sport Science, 2007, 27(10): 61-68, 96.
[6]陈金保.长期有氧运动对正常和肥胖小鼠能量摄入和能量消耗的影响研究[D].广州: 广州体育学院, 2020.CHEN Jinbao.Effects of long-term aerobic exercise on energy intake and consumption in normal and obese mice[D].Guangzhou:Guangzhou Sport University, 2020.
[7]王美娟.普通大学生走、跑运动的能量消耗特征研究[D].西安:陕西师范大学, 2019.WANG Meijuan.Study on energy consumption characteristics of walking and running of ordinary college students[D].Xi′an:Shaanxi Normal University, 2019.
[8]沈伟.辣椒素对高脂饮食诱导肥胖小鼠肠道菌群的影响研究[D].重庆: 第三军医大学, 2017.SHEN Wei.Effect of capsaicin on intestinal flora of obese mice induced by high-fat diet[D].Chongqing: Third Military Medical University, 2017.
[9]DIBAISE J K, ZHANG H S, CROWELL M D, et al.Gut microbiota and its possible relationship with obesity[J].Mayo Clinic Proceedings, 2008, 83(4): 460-469.
[10]DE ANGELIS M, SIRAGUSA S, BERLOCO M, et al.Selection of potential probiotic Lactobacilli from pig feces to be used as additives in pelleted feeding[J].Research in Microbiology, 2006, 157(8): 792-801.
[11]周巧仪, 方炳虎, 郜礼阳, 等.肠道菌群与天然植物提取物相互作用的研究进展[J].中国兽医学报, 2022, 42(4): 836-840.ZHOU Qiaoyi, FANG Binghu, GAO Liyang, et al.Interaction between gut microbiota and natural plant extracts[J].Chinese Journal of Veterinary Science, 2022, 42(4): 836-840.
[12]黄媛媛, 陈华国, 谢文等.多糖与肠道菌群相互作用及其构效关系研究进展[J].微生物学通报, 2022, 49(6): 2325-2346.HUANG Y Y, CHEN H G, XIE W, et al.Interaction between polysaccharide and intestinal flora and its structure-effect relationship[J].Microbiology China, 2022, 49(6): 2325-2346.
[13]潘杰, 刘来浩, 牟建伟.肠道菌群与人类健康研究进展[J].山东师范大学学报(自然科学版), 2021, 36(4): 337-365.PAN Jie, LIU Laihao, MU Jianwei.Research progress of gut microbiota and human health[J].Journal of Shandong Normal University(Natural Science), 2021, 36 (4): 337-365.
[14]汤小芳.基于生物信息学研究茶多酚EGCG对小鼠肠道菌群及代谢的影响[D].南昌: 南昌大学, 2019.TANG Xiaofang.Effects of EGCG on intestinal flora and metabolism in mice based on bioinformatics[D].Nanchang: Nanchang University, 2019.
[15]周俊怡, 周严严, 赵海誉, 等.黄连解毒汤对健康大鼠肠道菌群结构影响的研究[J].浙江中医药大学学报, 2018, 42(10): 804-809.ZHOU Junyi, ZHOU Yanyan, ZHAO Haiyu, et al.Effect of Huanglian Jiedu Decoction on the structure of intestinal flora in healthy rats[J].Journal of Zhejiang Chinese Medical University, 2018, 42(10): 804-809.
[16]LIU R X, HONG J, XU X Q, et al.Gut microbiome and serum metabolome alterations in obesity and after weight-loss intervention[J].Nature Medicine, 2017, 23(7): 859-868.
[17]WANG F, YIN Q, CHEN L, et al.Bifidobacterium can mitigate intestinal immunopathology in the context of CTLA-4 blockade[J].Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 2018, 115(1): 157-161.
[18]ZHUANG P, ZHANG Y, SHOU Q Y, et al.Eicosapentaenoic and docosahexaenoic acids differentially alter gut microbiome and reverse high-fat diet-induced insulin resistance[J].Molecular Nutrition & Food Research, 2020, 64(10): e1900946.
[19]周张杰, 蒋海燕, 钟薏, 等.健脾固肠方通过提高短链脂肪酸产生菌的丰度减轻肠癌小鼠化疗后肠道炎症反应的机制探讨[J].中国中医基础医学杂志, 2020, 26(5): 618-621, 632.ZHOU Zhangjie, JIANG Haiyan, ZHONG Yi, et al.Effect of Jianpi guchang recipe on intestinal inflammatory response after chemotherapy in intestinal carcinoma mice by enhancing abundance of short-chain fatty acid producing bacteria[J].Journal of Basic Chinese Medicine, 2020, 26(5): 618-621, 632.
[20]CHEN L, WILSON J, KOENIGSKNECHT M, et al.NLRP12 attenuates colon inflammation by maintaining colonic microbial diversity and promoting protective commensal bacterial growth[J].Nature Immunology, 2017, 18(5): 541.
[21]张树玲, 王军威, 左鲁玉, 等.基于 16S rRNA 测序技术研究口服益生菌对结肠癌皮下瘤小鼠肠道菌群结构的影响[J].中国实验动物学报, 2023, 31(12): 1564-1572.ZHANG Shuling, WANG Junwei, ZUO Luyu, et al.Effects of oral probiotics on gut microbiota structure in subcutaneous tumors in mice with colon cancer based on 16S rRNA sequencing technology[J].Acta Laboratorium Animalis Scientia Sinica, 2023, 31(12):1564-1572.
[22]SHANG Q S, SHAN X D, CAI C, et al.Dietary fucoidan modulates the gut microbiota in mice by increasing the abundance of Lactobacillus and Ruminococcaceae[J].Food & Function, 2016, 7(7): 3224-3232.
[23]丁俊荣, 张秋香, 刘小鸣, 等.江苏无锡健康与肠病人群肠道脱硫弧菌数量及肠道菌群多样性[J].微生物学报, 2012, 52(8):1033-1039.DING Junrong, ZHANG Qiuxiang, LIU Xiaoming, et al.Quantity of Desulfovibrios and analysis of intestinal microbiota diversity in health and intestinal disease people in Wuxi, Jiangsu Province[J].Acta Microbiologica Sinica, 2012, 52(8): 1033-1039.
[24]BELZER C, DE VOS W M.Microbes inside—from diversity to function: The case of Akkermansia[J].The ISME Journal, 2012, 6(8): 1449-1458.