色素影响多糖的成色，色素残留是纯化均一性多糖、进一步研究天然产物的生物活性和构效关系需要解决的关键问题[1-2]。部分色素本身具有一定的药理活性，如藻蓝蛋白色素、叶黄素、玉米黄质等[3-6]，这对评价多糖的生理功能产生干扰。为解决色素残留的问题，大量研究集中于活性炭、有机溶剂以及大孔树脂等不同脱色材料的选择，并进行脱色最佳条件的优化[7-8]，评价脱色效果时，以脱色前溶液最大吸收波长（λmax）处的吸光度作为计算依据[9-12]。然而，多糖提取材料中的色素种类繁多[13]，如枸杞子中的色素主要为玉米黄质、软脂酸质、酸浆果红素、隐黄质、叶黄素、类胡萝卜素以及其他酯类色素[14-17]，采用单一波长处吸光度用于评估脱色效果不够精准。本研究引入药学研究领域的曲线下面积（area under the curve，AUC）的概念，通过紫外-可见分光光度法，对选用的3 种色素（原花青素、叶绿素铜钠、β-胡萝卜素）样品液进行全波长扫描，建立一种基于脱色前后样品的吸光度AUC 作为脱色率计算依据的方法，并进行方法学研究，以探索一种更为精准的脱色率评价方式，并将其应用到枸杞多糖（Lycium barbarum polysaccharide，LBP）的纯化工艺中，筛选大孔树脂类型，并以单因素与正交试验确定脱色工艺的最佳条件，以期为天然产物的分离纯化工艺提供参考。
1 材料与方法
1.1 材料与试剂
枸杞子（Lycium barbarum L.，‘宁杞一号’）：中国宁夏农林科学院枸杞研究所；原花青素（纯度≥98%）、叶绿素铜钠（纯度≥97%）、β-胡萝卜素（纯度≥99%）：上海麦克林生化科技有限公司；S8、PA、X-5、D151、D301R大孔树脂：天津波鸿树脂有限公司；乙醇（95%）、石油醚、丙酮、硫酸、苯酚（均为分析纯）：国药集团化学试剂有限公司。
1.2 仪器与设备
ME104E/02 电子分析天平：梅特勒-托利多仪器有限公司；HH-W420 恒温水浴锅：江苏省金坛市医疗仪器厂；UV 1800pc 型紫外-可见分光光度计：上海元析仪器有限公司；FS-100 型粉碎器：上海旺徐电气有限公司；DZF-6020 型真空干燥箱：上海一恒科学仪器有限公司。
1.3 方法
1.3.1 AUC 作为脱色率计算依据的方法学考察
1.3.1.1 脱色率的测定
用紫外-可见分光光度计将待测溶液在200~760 nm进行全波长扫描（设置对应空白），记录数据。用Origin 软件计算得AUC，并根据以下公式计算脱色率（X，%）。
式中：A1 为脱色前吸光度曲线的曲线下面积；A2 为脱色后吸光度曲线的曲线下面积。
1.3.1.2 对照品溶液的制备
原花青素、叶绿素铜钠溶液的配制：分别取原花青素、叶绿素铜钠对照品，精密称定，以95% 乙醇为溶剂，制成1.0 mg/mL 的溶液。
β-胡萝卜素溶液配制：取β-胡萝卜素对照品，精密称定，以石油醚为溶剂，制成0.1 mg/mL 的溶液。
1.3.1.3 线性与范围试验
分别取1.3.1.2 中的溶液，按2 倍梯度稀释，共稀释10 个梯度，将所得溶液分别用紫外-可见分光光度计在200~760 nm 进行扫描，记录数据。以浓度为X轴，AUC 为Y 轴，取相关性较好的连续6 个数据，制标准曲线，拟合得到线性回归方程。
1.3.1.4 精密度试验
根据1.3.1.3 的结果，原花青素、叶绿素铜钠、β-胡萝卜素标准曲线范围对应的中间浓度分别为15、60、6 µg/mL，按上述浓度进行配制，按1.3.1.1 中的方法，连续测定6 次，记录AUC 数据。
1.3.1.5 重复性试验
按1.3.1.4 中的浓度分别制备原花青素溶液、叶绿素铜钠溶液、β-胡萝卜素溶液6 份，按1.3.1.1 的方法，记录AUC 数据。
1.3.1.6 加标回收率试验
分别配制30 µg/mL 原花青素溶液、120 µg/mL 叶绿素铜钠溶液、12 µg/mL β-胡萝卜素溶液各6 份，同法配制1 份相同浓度的原花青素、叶绿素铜钠、β-胡萝卜素溶液作为标准加入溶液，将其与上述6 份溶液等比例混合，按1.3.1.1 的方法，对原液及6 份加标混合溶液进行全波长扫描，记录数据。根据以下公式计算加标回收率（R，%）。
式中：C 样为加标后样品本身实际浓度，µg/mL；C 标为加标后标准加入溶液实际浓度，µg/mL；C 测为加标后样品测得浓度，µg/mL。
1.3.1.7 稳定性试验
将待测溶液于室温放置24 h，分别于0、2、4、8、12、24 h，按1.3.1.1 中的方法进行测定，记录AUC 数据。
1.3.2 枸杞多糖脱色工艺考察
1.3.2.1 枸杞多糖提取
称取500 g 枸杞子，均匀平铺于瓷盘，60 ℃烘6 h使其完全干燥，将枸杞子干品用粉碎器粉碎。称取枸杞粉200 g，置于1 000 mL 烧瓶中，加入80%乙醇600 mL，85 ℃回流2 h，抽干弃去溶剂，于真空干燥箱60 ℃干燥，得枸杞残渣。
称取枸杞残渣100 g，置于索氏提取器中，用300 mL氯仿甲醇（氯仿∶甲醇= 2∶1，体积比）混合溶液，70 ℃回流脱脂4 h，抽干弃去溶剂，于真空干燥箱，60 ℃干燥，得脱脂后残渣。
脱脂后残渣再分别经过80%乙醇回流1 次，索氏提取器脱脂1 次，于真空干燥箱，60 ℃干燥，得枸杞粗粉。
称取枸杞粗粉100 g，料液比为1∶15（g/mL），80 ℃温水提取3 次，每次2 h。苯酚-硫酸法测水提液糖浓度，浓缩至糖浓度为10 mg/mL，将水提液4 000 r/min离心5 min，去除其中残余的杂质，用3 倍体积的乙醇醇沉，沉淀依次用乙醇、丙酮洗涤后真空干燥，得枸杞多糖粗品（cLBP1）。
1.3.2.2 大孔树脂脱色
称取枸杞多糖粗品（cLBP1）5 份，每份200 mg，配制浓度为2 g/L 溶液，分别加入20 g 大孔树脂S8、D301R、X-5、PA 与D151，37 ℃脱色1 h，抽滤，得脱色液。按1.3.1.1 计算脱色前后的脱色率，并采用硫酸苯酚法测定糖含量，计算糖回收率，以选择最佳树脂。糖回收率（Y，%）计算公式如下。
式中：A1 为硫酸苯酚法脱色后在490 nm 测得的吸光度；A2 为硫酸苯酚法脱色前在490 nm 测得的吸光度。
1.3.2.3 S8 大孔树脂脱色的单因素试验
以温度（25、30、35、40、45 ℃）、树脂用量（2.5、5.0、7.5、10.0、12.5 g）、cLBP1 浓度（1.0、2.0、3.0、4.0、5.0、7.5、10.0 g/L）、时间（15、30、60、90、120 min）为考察因素，进行单因素试验，以脱色率与糖回收率为评价指标，确定最优的单因素脱色条件。
1.3.2.4 S8 大孔树脂脱色条件优化
选择S8 大孔树脂脱色工艺中对脱色有影响的4 个因素，即A 温度、B 树脂用量、C cLBP1 浓度、D 时间，采用L9（34）进行正交设计，正交试验设计见表1。
表1 正交试验设计
Table 1 Design of orthogonal test
水平1 2 3因素A 温度/℃25 30 35 B 树脂用量/g 5.0 7.5 10.0 C cLBP1 浓度/（g/L）2 3 4 D 时间/min 30 60 90
1.3.2.5 最佳脱色工艺稳定性考察
综合单因素与正交试验的结果，以确立的最佳脱色工艺脱色3 次，考察工艺的稳定性。
1.4 统计学分析
结果以平均值±标准差表示。采用SPSS 软件进行数据分析以及Origin 软件绘图。
2 结果与分析
2.1 方法学研究
2.1.1 线性与范围试验结果
采用紫外-可见分光光度计，对3 种色素（原花青素、叶绿素铜钠、β-胡萝卜素）不同浓度的溶液分别进行全波长扫描，得到吸收曲线，计算AUC。3 种色素的AUC-浓度曲线如图1 所示。
图1 3 种色素的AUC-浓度曲线
Fig.1 AUC-concentration curves of three pigments
由图1 可知，原花青素、叶绿素铜钠、β-胡萝卜素的线性回归方程分别为y=3.799 7x+3.558 8、y=4.703x-11.783、y=24.449x+8.742 3，R2 分别为0.998 9、0.999 8、0.998 6，对应的范围分别为0.98~31.25、3.92~125.00、0.39~12.50 μg/mL，表明3 种色素在此条件下线性关系良好。
2.1.2 精密度试验结果
精密度试验结果如表2 所示。
表2 精密度试验结果
Table 2 Results of precision test
样品原花青素（15µg/mL）叶绿素铜钠（60µg/mL）β-胡萝卜素（6µg/mL）AUC 64.82 65.15 65.14 65.30 65.58 65.69 400.91 401.31 401.08 401.38 401.10 401.06 113.87 113.00 113.07 113.26 113.59 113.77平均值65.28 401.14 113.43标准差0.32 0.18 0.37相对标准偏差/%0.49 0.04 0.32
由表2 可知，原花青素、叶绿素铜钠、β-胡萝卜素的相对标准偏差（relative standard deviation，RSD）分别为0.49%、0.04%、0.32%，结果表明仪器精密度良好。
2.1.3 重复性试验结果
重复性试验结果如表3 所示。
表3 重复性试验结果
Table 3 Results of repeatability test
样品原花青素叶绿素铜钠β-胡萝卜素浓度/（µg/mL）15.10 15.00 15.20 15.10 15.10 15.10 60.40 60.40 60.40 60.40 60.40 60.40 6.00 6.04 6.00 6.00 6.00 6.00 AUC 67.31 68.12 65.71 67.49 66.38 67.22 427.05 433.42 430.18 442.50 442.82 434.71 124.50 126.52 129.30 124.99 126.66 126.91 AUC/浓度测定值4.46 4.50 4.32 4.47 4.40 4.45 7.07 7.16 7.12 7.33 7.33 7.20 20.75 20.95 21.55 20.83 261.12 21.15平均值4.44 7.20 21.06标准差0.07 0.11 0.29 RSD/%1.70 1.48 1.36
由表3 可知，原花青素、叶绿素铜钠、β-胡萝卜素的RSD 分别为1.70%、1.48%、1.36%，结果显示本方法重复性较好。
2.1.4 加标回收率试验结果
加标回收率结果如表4 所示。
表4 加标回收率试验结果
Table 4 Results of recovery rate test
样品原花青素叶绿素铜钠β-胡萝卜素样品浓度/（µg/mL）15.07 15.00 15.01 15.02 15.03 15.01 60.04 60.12 60.04 60.36 60.04 60.32 6.01 6.00 6.00 6.01 6.00 6.02加标浓度/（µg/mL）15.05 15.05 15.05 15.05 15.05 15.05 60.04 60.04 60.04 60.04 60.04 60.04 6.00 6.00 6.00 6.00 6.00 6.00实测浓度/（µg/mL）29.95 29.89 30.90 30.68 30.30 30.40 118.36 121.92 119.28 121.24 121.16 119.52 11.90 11.95 12.04 12.03 12.34 12.05回收率测定值/%98.87 98.94 105.58 104.02 101.46 102.29 97.13 102.91 98.67 101.40 101.80 98.60 98.13 99.07 100.53 100.27 105.53 100.53平均值/%101.86 100.08 100.68标准差/%0.027 1 0.022 62.26 0.025 7 RSD/%2.66 2.55
由表4 可知，加标回收率平均值分别为101.86%、100.08%、100.68%，RSD 分别为2.66%、2.26%、2.55%，结果表明本方法准确度高。
2.1.5 稳定性试验
稳定性结果如表5 所示。
表5 稳定性试验结果
Table 5 Results of stability test
样品原花青素（15.10µg/mL）叶绿素铜钠（60.04µg/mL）β-胡萝卜素（6.04µg/mL）时间/h 0 2 4 8 12 24 0 2 4 8 12 24 0 2 4 8 12 24 AUC 67.31 65.78 63.65 63.82 64.03 66.80 420.64 419.24 423.23 421.29 427.52 420.79 123.05 123.44 123.07 115.74 118.02 117.74平均值65.23 422.12 120.18标准差1.61 2.94 3.39 RSD/%2.47 0.70 2.82
由表5 可知，原花青素、叶绿素铜钠、β-胡萝卜素的RSD 分别为2.47%、0.70%、2.82%，表明3 种色素在24 h 内稳定。
2.2 枸杞多糖脱色工艺
2.2.1 大孔树脂的选择
试验分别选择S8、D301R、X-5、D151、PA 5 种大孔树脂，比较5 种大孔树脂对枸杞多糖粗品cLBP1 的脱色效果，结果如图2 所示。
图2 不同类型大孔树脂脱色效果
Fig.2 Decolorization effect of different types of macroporous resins
由图2 可知，所有大孔树脂脱色后的糖回收率均能够维持在70%以上，而脱色效果明显不同，S8 树脂的脱色率最高，可以达到71.83%，而其余树脂脱色率最高均在39.54%以下，在去除枸杞多糖粗品色素过程中，S8 大孔树脂脱色效果最佳。S8 大孔树脂是一种极性吸附型大孔树脂，其本身巨大的比表面积与暴露于孔隙中的大量极性基团[18-19]，可以高效率吸收玉米黄质、类胡萝卜素等色素[20-21]。本试验结果显示S8 大孔树脂脱色效果明显优于其他类型大孔树脂。
2.2.2 S8 大孔树脂脱色单因素试验结果
大孔树脂静态吸附脱色受多种因素的影响，本试验设置温度、树脂用量、cLBP1 浓度、时间4 个因素，以脱色率与糖回收率为考察指标，分别考察不同条件对脱色效果的影响。单因素试验结果如图3 所示。
图3 S8 大孔树脂脱色单因素试验结果
Fig.3 Single factor test results of S8 macroporous resin decolorization
由图3 可知，温度对脱色率和糖回收率无较大影响，大孔树脂在温度大于50 ℃时，可能发生结构变化，因而选择温度较低的25 ℃作为最佳反应条件；随着树脂用量的增加，脱色率逐渐增大，并在7.5 g 时达到稳定状态，而糖回收率随着树脂用量的增加逐渐减少，因而选择7.5 g 作为最佳树脂用量；随着cLBP1 浓度的增加，脱色率逐渐升高，至7.5 g/L 时达到稳定状态，而糖回收率逐渐降低，综合各项因素后，选择3.0 g/L为cLBP1 最佳浓度；随着脱色时间的延长，脱色率逐渐增大，时间为60 min 时达到稳定状态，糖回收率随时间延长逐渐降低，因而选择脱色60 min 为最佳脱色时间。
单因素试验确立的最佳脱色条件为在25 ℃下，每100 mg 多糖粗品，使用S8 树脂量为7.5 g，粗品浓度为3.0 g/L，脱色时间为60 min。
2.2.3 S-8 大孔树脂脱色条件优化结果
采用L9（34）进行正交设计，选择A 温度、B 树脂用量、C cLBP1 浓度、D 时间4 个因素，以单因素试验确定出的最佳条件及邻近两点作为各因素的3 个水平，以脱色率、糖回收率、脱色率×糖回收率为考察指标，确定最佳脱色工艺，正交试验结果如表6 所示。
表6 S8 大孔树脂脱色的正交试验结果
Table 6 Orthogonal test results of S8 macroporous resin decolorization
序号1 2 3 4 5 6 7 8 9脱色率糖回收率脱色率×回收率k1 k2 k3 R k1 k2 k3 R k1 k2 k3 R因素A 温度/℃25 25 25 30 30 30 35 35 35 206.48 217.01 216.04 3.51 207.82 209.49 216.34 2.84 140.91 151.52 155.63 4.91 B 树脂用量/g 5.0 7.5 10.0 5.0 7.5 10.0 5.0 7.5 10.0 193.90 217.96 227.67 11.26 218.28 214.67 200.70 5.86 140.36 155.84 151.87 5.16 C cLBP1 浓度/（g/L）2 3 4 3 4 2 4 2 3 194.75 221.14 223.64 9.63 223.86 209.55 200.24 7.87 144.91 154.46 148.70 3.18 D 时间/min 30 60 90 90 30 60 60 90 30 200.19 218.02 221.32 7.04 213.22 215.03 205.40 3.21 141.08 156.25 150.74 5.06脱色率/%51.93 74.69 79.86 71.28 73.09 72.64 70.69 70.18 75.17糖回收率/%76.51 71.14 60.17 69.69 67.99 71.81 72.08 75.54 68.72（脱色率×糖回收率）/%39.73 53.13 48.05 49.67 49.69 52.16 50.96 53.02 51.65
由表6 可知，根据R 值大小，各因素对脱色条件的影响为B>C>D>A，再结合各因素的k 值，大孔树脂脱色的最优工艺条件为A2B3C3D3；各因素对糖回收率的影响为C>B>D>A，对枸杞多糖最小损失工艺条件为A3B1C1D2。根据以上两种指标，各自选择的最优工艺之间相差较大，故而参照医学上诊断胰岛素抵抗症状，以两个关键指标空腹血糖水平与空腹胰岛素水平的乘积作为诊疗标准，引入脱色率×糖回收率来进行最终评估，最优工艺条件为A3B2C2D2。综合经济便捷的原则，确定枸杞多糖粗品cLBP1 脱色工艺条件为A3B2C2D2，即每100 mg 多糖粗品，使用S8 树脂量为7.5 g，粗品浓度为3.0 g/L，在35 ℃下，脱色时间为60 min。
2.2.4 最佳脱色工艺稳定性考察
以上述确定的最优工艺重复试验3 次，进行稳定性考察。3 次试验脱色率平均值为73.01%，RSD 为1.01%，糖回收率平均值为65.64%，RSD 为1.75%，可见在最优工艺下，脱色效果稳定。
3 结论
色素种类繁多是提取枸杞多糖需要解决的关键问题，这些杂质的最大吸收波长各不相同，因而采用单一波长评价脱色效果，其结果不够精准。本试验选用3种不同溶解性的色素（原花青素、叶绿素铜钠、β-胡萝卜素）为代表进行研究，以200~760 nm 处吸光度曲线的AUC 取代单一波长处的吸光度作为脱色率的计算依据，采用AUC 来衡量色素含量，方法学研究结果表明，该方法稳定可靠、准确性好，可用于枸杞多糖纯化工艺的考察。本试验采用的S8 大孔树脂可以反复再生加以利用，使用寿命久、污染小，对环境损害小，在脱色工艺中被广泛采用。以AUC 作为脱色率计算依据的方法可用于各种脱色工艺考察，为制备均一天然产物、进一步研究天然产物的生物活性和构效关系奠定基础。
[1] 林平冬,陈丽妃,吴允昆.栀子多糖的制备及其化学结构、生物活性研究进展[J].食品研究与开发,2022,43(19):218-224.LIN Pingdong, CHEN Lifei, WU Yunkun. Preparation, chemical structure and bioactivity of polysaccharides from Gardenia jasminoides Ellis fruit: A review[J]. Food Research and Development,2022,43(19):218-224.
[2] 温雅慧.猴头菇多糖提取、结构表征及抗氧化活性研究[D].天津:天津科技大学,2020.WEN Yahui. Extraction, structure characterization and antioxidant activity of polysaccharides from Herixium erinaceus[D]. Tianjin:Tianjin University of Science&Technology,2020.
[3] LIU R Z, QIN S, LI W J. Phycocyanin: Anti-inflammatory effect and mechanism[J]. Biomedicine & Pharmacotherapy, 2022, 153:113362-113371.
[4] 李奇科, 高彦祥. 藻蓝蛋白色素稳定性及其递送体系研究进展[J].中国食品学报,2022,22(9):349-364.LI Qike, GAO Yanxiang. Research progress of the color-shade stability and delivery systems of phycocyanin[J]. Journal of Chinese Institute of Food Science and Technology,2022,22(9):349-364.
[5] 李昭芳,李宝玉,张洁,等.叶黄素对小鼠视网膜组织脂质代谢组学的影响[C]//第十四届亚洲营养大会论文集—基础营养与研究.成都:亚洲营养学会联合会,中国营养学会,2023.LI Zhaofang, LI Baoyu, ZHANG Jie, et al. Effects of lutein on lipid metabolomics in mouse retina[C]// Abstract Book of the 14th Asian Congress of Nutrition--Basic Nutrition& Research. Chengdu: Federation of Asian Nutrition Societies, Chinese Nutrition Society,2023.
[6] MROWICKA M, MROWICKI J, KUCHARSKA E, et al. Lutein and zeaxanthin and their roles in age-related macular degeneration-neurodegenerative disease[J].Nutrients,2022,14(4):827-840.
[7] 曾杰,房海灵,梁呈元,等.无花果粗多糖脱色工艺优化及其吸附性能研究[J].中成药,2022,44(2):537-542.ZENG Jie, FANG Hailing, LIANG Chengyuan, et al. Optimization of decolorization process of Ficus carica polysaccharide and study on its adsorption performance[J]. Chinese Traditional Patent Medicine,2022,44(2):537-542.
[8] 朱静, 贾毓宁. 白牛肝菌多糖脱色工艺的优化及其抗氧化活性[J].中成药,2018,40(4):825-830.ZHU Jing, JIA Yuning. Decolorization technique optimization for Boletus edulis polysaccharides and the antioxidant activity[J]. Chinese Traditional Patent Medicine,2018,40(4):825-830.
[9] TAO L, WANG J Y, WEI Y H, et al. Efficient decolorization of oligosaccharides in ginseng(Panax ginseng)residue using ultrasoundassisted macroporous resin[J].Food Chemistry,2023,419:136098-136115.
[10] 鲁晓丽,刘继婷,张自萍.大孔吸附树脂脱除枸杞多糖色素技术研究[J].食品工业科技,2014,35(18):293-297.LU Xiaoli,LIU Jiting,ZHANG Ziping.Study on the pigment removal from Lycium barbarum polysaccharides by macroporous resin[J].Science and Technology of Food Industry,2014,35(18):293-297.
[11] 徐怀德,李晋,李钰金,等.大孔吸附树脂脱除洋葱多糖色素技术研究[J].食品科学,2012,33(6):127-131.XU Huaide, LI Jin, LI Yujin, et al. Using macroporous resin AB-8 for pigment removal from onion polysaccharides[J]. Food Science,2012,33(6):127-131.
[12] 吴玉和.大孔树脂对中药多糖的分离纯化[D].天津:天津大学,2009.WU Yuhe.Application of macroporous resins on seperation and purification of traditional Chinese medicine polysaccharide[D]. Tianjin:Tianjin University,2009.
[13] 冯美. 枸杞果实生长发育及化学成分积累规律的研究[D]. 银川:宁夏大学,2005.FENG Mei.Study on the berry development and chemical composition accumulation during berry development of Lycium barbarum L.[D].Yinchuan:Ningxia University,2005.
[14] FENG Z H,JIA H Q,LI X S,et al.A milk-based wolfberry preparation prevents prenatal stress-induced cognitive impairment of offspring rats, and inhibits oxidative damage and mitochondrial dysfunction in vitro[J].Neurochemical Research,2010,35(5):702-711.
[15] ZHU J, LIU W, YU J P, et al. Characterization and hypoglycemic effect of a polysaccharide extracted from the fruit of Lycium barbarum L[J].Carbohydrate Polymers,2013,98(1):8-16.
[16] QIANG X, XIA T, GENG B B, et al. Bioactive components of Lycium barbarum and deep-processing fermentation products[J]. Molecules,2023,28(24):8044-8059.
[17] TEIXEIRA F, SILVA A M, DELERUE-MATOS C, et al. Lycium barbarum berries (Solanaceae) as source of bioactive compounds for healthy purposes: A review[J]. International Journal of Molecular Sciences,2023,24(5):4777-4794.
[18] JARUKITT Limwachiranon.莲蓬及莲子中酚类物质的提取,回收及增强生物利用度[D].杭州:浙江大学,2019.JARUKITT Limwachiranon.Extraction,recovery and enhanced bioavailability of phenolic compounds from lotus and lotus seeds[D].Hangzhou:Zhejiang University,2019.
[19] YU X H, MU N, LIU X C, et al. A green method for decolorization of polysaccharides from alfalfa by S-8 macroporous resin and their characterization and antioxidant activity[J]. RSC Advances, 2023,13(14):9642-9653.
[20] YANG R, MENG D M, SONG Y, et al. Simultaneous decoloration and deproteinization of crude polysaccharide from pumpkin residues by cross-linked polystyrene macroporous resin[J]. Journal of Agricultural and Food Chemistry,2012,60(34):8450-8456.
[21] FU Y L, ZHANG Y L, ZHANG R T. Purification and antioxidant properties of triterpenic acids from blackened jujube (Ziziphus jujuba Mill.) by macroporous resins[J]. Food Science & Nutrition,2021,9(9):5070-5082.