甜菜（Beta vulgaris L.）是一种原产于亚洲和欧洲的藜科植物[1]，又被称为食用甜菜、紫菜或者火焰菜等，由于其特殊的红色，在各国的园林中较为常见[2]。研究表明，红甜菜营养丰富，其中最有价值的可食用部分是甜菜根[1]，具有预防肿瘤、增强免疫力、缓解糖尿病、抗疲劳等生物活性[3-4]。
红甜菜多糖是一种果胶多糖[5]。果胶多糖普遍存在于大多数植物组织中，不同材料和不同提取方式的果胶在结构、功能、酯化度等方面都有较大差异[6]。果胶多糖主要分为3 类，即同型半乳糖醛酸聚糖（homogalacturonan， HG）、Ⅰ型鼠李糖半乳糖醛酸聚糖（rhamnogalacturonan I， RG-Ⅰ）和Ⅱ型鼠李糖半乳糖醛酸聚糖（rhamnogalacturonan Ⅱ， RG-Ⅱ）。根据酯化度的不同可分为高甲氧基化果胶（酯化度＞50%）和低甲基氧化果胶（酯化度＜50%）[3]。果胶多糖具有凝胶增稠、乳化及流变学等功能特性和抗炎、免疫调节、抗癌等生物活性[7]。
果胶多糖是膳食纤维的重要组成部分，因其特殊的分子结构能够抵抗消化酶的分解，完整进入结肠，促进益生菌增殖、抑制致病菌生长，并产生对人体有益的短链脂肪酸[8]，具有调节机体能量代谢、糖脂代谢等多种活性[9]，而微生物对多糖的分解利用与多糖的分子结构密切相关[10]。因此，研究果胶多糖的分子结构及酵解特性对其作为膳食纤维、益生元的应用具有重要作用。近年来，随着高分子表征技术和理论的发展，已形成了多糖初级结构表征的系统方法，同时，多种粪便酵解模型的建立也为多糖作为膳食纤维的益生功能解析提供了简单、可控、直观的研究方法[11]。
郭庆晖等[4]探究了红甜菜多糖的提取工艺条件，但未对甜菜多糖进行结构及酵解特性进行探究。Prandi 等[12]的研究表明，从甜菜浆中提取的果胶低聚糖，以低聚合度阿拉伯糖为单糖的主要成分，并产生有益菌乳酸菌，具有一定的益生效果。目前，尚未有对甜菜根中多糖分子结构及酵解特性的系统研究报道，因此本文采用高效液相色谱、阴离子交换色谱、红外光谱等方法分析红甜菜多糖的理化性质和结构特性，通过研究体外酵解后的短链脂肪酸的产生与微生物组成变化，探讨红甜菜多糖在该体系中的酵解情况。本研究旨在探究红甜菜多糖的消化和发酵潜力，以期将其开发成益生元和膳食纤维等保健食品。
1 材料和方法
1.1 材料与试剂
红甜菜粉：天津市活力源饮料有限公司；无水乙醇、甲醇、碳酸钠、苯酚、氢氧化钠、醋酸钠、冰乙酸、半乳糖醛酸、牛血清蛋白、半乳糖、鼠李糖、葡萄糖、阿拉伯糖、甘露糖、木糖、乙酸、丙酸、异丁酸、丁酸、异戊酸、戊酸、异己酸、庚酸、二乙基丁酸：天津市江天化工技术股份有限公司，以上试剂均为分析纯。6 头单系长白猪新鲜粪便样本：天津市广华肉类有限公司。
1.2 仪器与设备
旋转蒸发仪（RE-2000A）：上海亚荣生化仪器厂；酶标仪（Infinite 200 Pro）：上海安景科技有限公司；示差高效液相色谱仪（RID-20A）、真空离心冷冻仪（ZLS-1）、热脱附气相色谱仪（GC2010Plus）：日本岛津公司；傅里叶变换红外光谱（Fourier transform infrared spectroscopy， FT-IR）仪（Vector 22）：德国布鲁克光谱仪公司；离子交换色谱仪（ICS-5000）：美国戴安公司；高速离心机（TDZ5-WS）：湘仪离心机仪器有限公司； pH 计（PB-10）：赛多利斯科学仪器（北京）有限公司；振荡培养箱（BSD-400）：上海博讯医疗生物仪器有限公司。
1.3 红甜菜多糖的提取与纯化
将红甜菜粉烘干、过80 目筛，采用热水浸泡法[1∶15（g/mL），90 ℃，两次]提取粗多糖，冷却至室温后，6 000 r/min 离心20 min 除去残渣。上清液中加入无水乙醇（4 倍体积），在4 ℃下放置12 h，以 4 000 r/min 离心20 min，得到沉淀红甜菜粗多糖（red beet crude polysaccharide，RBCP）。根据Sevag 的方法除去蛋白质[13]，并使用分子量为8 000～12 000 Da 的透析袋除去低聚糖、多酚类杂质小分子，经分级醇沉后以4 000 r/min离心20 min、浓缩、冻干后得到纯化红甜菜多糖（red beet polysaccharide，RBP）。
1.4 红甜菜多糖的化学组成测定
参考文献[14]的方法，以葡萄糖为标准，采用苯酚-硫酸法测定总糖含量。
参考文献[15]的方法，以半乳糖醛酸为标准，采用间羟基联苯法测定总糖醛酸含量。
参考文献[16]的方法，以牛血清白蛋白（bovine albumin， BSA）为标准，采用考马斯亮蓝G-250 法测定蛋白质含量。
1.5 红甜菜多糖的结构表征
1.5.1 分子量的测定
参考文献[9]的方法，采用高效液相色谱法（high performance liquid chromatography， HPLC）测定红甜菜多糖的相对分子质量（molecular weight， Mw）。采用配备用折射率检测器的高效液相色谱仪，以葡聚糖（10、40、70、500、2 000 kDa）为标准品建立标准曲线。检测条件如下。
色谱柱：Waters Ultrahydrogel Column，Linear，10 µm，7.8 mm×300 mm，检测温度：40 ℃，流速：0.6 mL/min。
1.5.2 单糖组成测定
参考文献[17]的方法，采用离子色谱法测定红甜菜多糖的单糖组成。以半乳糖（Gal）、鼠李糖（Rha）、葡萄糖（Glc）、阿拉伯糖（Ara）、甘露糖（Man）和木糖（Xyl）为标准品。将红甜菜多糖（1 mg）溶于1 mL 的三氟乙酸溶液（2 mol/L）中，在120 ℃下水解2 h。用真空离心冷冻仪蒸发水解液，加入1 mL 超纯水溶解，待测。检测条件如下。
色谱柱：Carbo Pac PA20，流动相：A 相为超纯水，B相为0.2 mol/L 氢氧化钠溶液，C 相为1 mol/L 的醋酸钠溶液。
1.5.3 FT-IR 测定
参考文献[15]的方法，对红甜菜多糖进行傅里叶变换红外光谱扫描。将样品（2 mg）用150 mg 溴化钾粉末研磨并压片，在4 000～400 cm-1 的傅里叶变换红外光谱仪上记录（中红外区域）得到红外光谱图。
根据下式计算样品中多糖的酯化度（X，%）。
式中：A1 740 为样品在红外光谱图中约1 740 cm-1处的峰面积；A1 628 为样品在约1 628 cm-1 处的峰面积。
1.6 RBP 的体外酵解特性
1.6.1 猪结肠消化物的体外发酵模型
在天津市广华肉类有限公司采集6 头单系长白猪（5～6 个月，体质量约65 kg）的新鲜粪便样本，并在排便20 min 内被密封在厌氧袋中，于-80 ℃冰箱保存。
1 L 厌氧培养基在121 ℃下灭菌20 min（pH6.8），使用0.22 µm 过滤器对维生素进行消毒，在厌氧箱中与高压灭菌后的培养基混合[7]。
1.6.2 体外分批培养系统的制备
红甜菜多糖组中多糖添加量为1%，猪结肠物添加量为10%，以菊粉为阳性对照，阴性对照（NC）组中不添加碳水化合物，置于37 ℃的振荡培养箱中进行发酵培养。分别在发酵0、12、24、48 h 后取出相应的样品，以11 000 r/min 离心20 min，取上清液于-20 ℃冰箱保存[7]。
1.6.3 pH 值与总糖含量的测定
取1 mL 上述上清液于10 mL 离心管中，测定不同时间发酵液的pH 值和总糖含量。采用pH 计测定pH值，苯酚-硫酸法测定总糖含量。
1.6.4 发酵后分子量的测定
采用1.5.1 中的方法测定发酵0、12、24、48 h 后红甜菜多糖的分子量。
1.6.5 短链脂肪酸（short chain fatty acids， SCFAs）含量测定
取1 mL 混合标准酸溶液（乙酸、丙酸、异丁酸、丁酸、异戊酸、戊酸、异己酸、庚酸），加入0.5 µL 二乙基丁酸（内标物），使用热脱附气相色谱仪检测。以标准品与内标质量的比值为横坐标，标准品与内标峰面积的比值为纵坐标，建立标准曲线，检测红甜菜多糖发酵0、12、24、48 h 后上清液中的SCFAs。检测条件如下。
色谱柱：Nukol™熔融硅毛细管柱（60 m×0.25 mm×0.25 µm），注射体积：1 µL；注射温度：200 ℃，检测器温度：250 ℃，H2 流量：40 mL/min，气流速率：400 mL/min。
1.6.6 16S rDNA 基因扩增、测序和生物信息学分析
采用16S rDNA 高通量测序对肠道菌群进行测定，先对样品基因组DNA 进行提取，之后进行目的区域聚合酶链式反应（polymerase chain reaction， PCR）扩增纯化及文库的构建和测序，最后进行数据的处理和分析。
1.7 统计分析
使用SPSS 24.0、IBM、Armonk、NY 和USA 等软件进行差异显著性分析，p＜0.05 表明差异显著，该研究结果具有统计学意义。
2 结果与分析
2.1 红甜菜多糖的化学成分分析与结构表征
2.1.1 化学成分分析与分子量分布
采用苯酚-硫酸法、间羟基联苯法、考马斯亮蓝G-250 法分别测定RBCP 和RBP 的总糖含量、总糖醛酸含量和蛋白质含量，结果见表1。
表1 RBCP 与RBP 的化学组成和得率
Table 1 Chemical composition and yields of red beet crude polysaccharide and red beet polysaccharide%
项目RBCP RBP总糖含量48.07±0.11 68.34±0.13蛋白质含量20.82±0.21 3.11±0.16总糖醛酸含量19.05±0.05 24.16±0.03得率10.45±0.21 31.10±0.14
由表1 可知，其中RBCP 的总糖含量为（48.07±0.11）%，得率为（10.45±0.21）%；RBP 的总糖含量为（68.34±0.13）%，得率为（31.10±0.14）%。结果表明，RBCP 经纯化后，蛋白质含量下降，说明Sevag 法可以有效除去蛋白质；总糖与总糖醛酸含量升高，且经纯化后总糖与总糖醛酸含量占总成分的90% 以上，表明RBP 纯度较高。RBP 高效液相色谱图如图1 所示。
图1 RBP 高效液相色谱图
Fig.1 High performance liquid chromatography of red beet polysaccharide
如图1 所示，RBP 在保留时间29.310 min 时呈现出一个对称且狭窄的峰，说明分子量分布相对均匀，根据葡聚糖标准曲线计算可知，RBP 分子量为46.3 kDa。
2.1.2 单糖组成分析
采用离子色谱法测定RBP 的单糖组成成分，结果如图2 所示。
图2 标准单糖和RBP 单糖的离子色谱图
Fig.2 Ion chromatograms of standard monosaccharides and monosaccharides from red beet polysaccharide
由图2 可知，RBP 的单糖是由阿拉伯糖（Ara）、半乳糖（Gal）、甘露糖（Man）、鼠李糖（Rha）和葡萄糖（Glc）5 种单糖组成的，其中，Ara 与Gal 含量较高。
RBP 的单糖组成与分子量如表2 所示。
表2 RBP 的单糖组成与分子量
Table 2 Molecular weight and relative monosaccharide composition of red beet polysaccharide
单糖组成/%Ara 44.43 Gal 30.75 Man 11.17 Rha 6.99 Glc 6.67摩尔比6.7∶4.6∶1.7∶1.0∶1.0分子量/kDa 46.3
由表2 可知，Ara、Gal、Man、Rha 和Glc 的摩尔比为6.7∶4.6∶1.7∶1.0∶1.0。Cheng 等[5]的研究结果表明，甜菜经热水浸提后得到甜菜多糖，其单糖组成成分主要是Ara（47.69%）和Gal（30.14%），而通过1，2-环己二胺四乙酸、0.05 mol/L 碳酸钠、0.1 mol/L 氢氧化钠和0.5 mol/L 氢氧化钠提取得到的甜菜多糖，主要单糖组成分别为半乳糖醛酸（glacturonic acid，GalA）（49.54%）、Ara（53.73%）、Ara（71.06%）、Ara（72.97%），与本研究结果略有不同，这可能与多糖的提取方法和条件不同有关。
2.1.3 FT-IR 分析
RBP 的FT-IR 光谱图和特征吸收峰如图3 所示。
图3 RBP 的红外光谱图
Fig.3 Fourier transform infrared spectroscopy of red beet polysaccharide
RBP 在3 423.9 cm-1处的吸收峰是O—H 伸缩振动引起的特征吸收峰[18]，在1 101.7 cm-1 和1 022.7 cm-1 处的两个特征峰是吡喃环结构中C—O—C 和C—O—H键的伸缩振动，进一步表明该物质是多糖[19]。波长在1 800～1 600 cm-1 的峰通常用于估算果胶的酯化程度[20]。由图3 可知，在1 628.2 cm-1 处的吸收峰是羧基的不对称伸缩振动，表明RBP 中存在糖醛酸；在1 740.1 cm-1 是果胶多糖中甲氧基的特征吸收峰，计算得到酯化度为30.10%，表明 RBP 是一种低甲氧基化的果胶。
2.2 红甜菜多糖的体外酵解特性
RBP、菊粉和NC 组的pH 值变化及发酵液中RBP和NC 组的总糖含量变化见图4。
图4 RBP、菊粉和NC 组的pH 值变化及发酵液中RBP 和NC 组的总糖含量变化
Fig.4 Changes in pH of red beet polysaccharide， inulin and NC group and changes in total sugar content of red beet polysaccharide
2.2.1 发酵液pH 值
由图4（a）可知，在体外发酵的过程中，NC 组的pH 值稳定在7.4 左右，而RBP 组和菊粉组的pH 值呈现出显著下降趋势（p＜0.05），RBP 组的pH 值从7.3 下降到5.8，菊粉的pH 值从7.5 下降到5.5，说明RBP 和菊粉均能被肠道微生物降解利用。在12～48 h 内，NC组pH 值无显著差异，但RBP 组和菊粉组的pH 值显著下降。 Paesani 等[21]的研究结果表明，从小麦中提取的阿拉伯木聚糖，在0～28 h 的发酵过程中，发酵液的 pH值呈现下降趋势，在发酵过程中，多糖可以被肠道微生物利用，生成短链脂肪酸，使得pH 值降低，这与本研究结果一致。
2.2.2 总糖含量
肠道微生物可以产生相应的碳水化合物酶，从而破坏糖苷键，并且利用所产生的寡糖，导致培养基中总碳水化合物含量降低。因此，总糖含量可以用来监测多糖的发酵程度。由图4（b）可知，在0～48 h 的发酵过程中，NC 组的总糖含量基本保持不变，而RBP 组的总糖含量显著下降（p＜0.05），从（6.91±0.05） mg/mL 下降到（1.88±0.13） mg/mL，且在0～12 h 下降速度最快，随着发酵时间的延长消耗速度变慢。龚雯等[22]的研究结果表明，采用水提醇沉法提取的金花茶多糖，在体外酵解过程中的总糖消耗量大于89%，总糖含量显著下降（p＜0.05）。
多糖可以被肠道微生物降解为低聚糖或单糖，从而导致分子量下降。因此，多糖被肠道微生物的利用情况可以通过其分子量（Mw）的变化来反映[5]。图5 为不同发酵时间体外发酵过程中RBP 的分子量分布。
图5 RBP 在酵解过程中的分子量变化
Fig.5 Changes in molecular weight of red beet polysaccharide at different fermentation time
由图5 可知，在0～48 h 的发酵过程中，RBP 色谱峰的响应值逐渐降低，峰面积逐渐减小，保留时间向右移，表明RBP 可被肠道微生物利用后降解为小分子片段，导致分子量不断下降。Cheng 等[5]提取的甜菜多糖在体外发酵过程中，多糖的分子量呈现显著下降的趋势，与本研究的结果一致。
2.2.3 短链脂肪酸
短链脂肪酸（SCFAs）是肠道菌群的重要代谢物，在维持肠道内稳态和身体健康方面发挥着重要作用[23]。因此，SCFAs 的浓度通常被作为测定多糖发酵特性的指标。SCFAs 的测定结果如图6 所示。
图6 不同时间点在酵解液中SCFAs、乙酸、丙酸、丁酸、戊酸、异丁酸的浓度
Fig. 6 Concentrations of total short-chain fatty acids， acetic acid， propionic acid， butyric acid， valeric acidand， isobutyric acid at different time points
由图6 可知，与NC 组相比，RBP 组和菊粉组的乙酸、丙酸、丁酸、戊酸和异丁酸浓度随着发酵时间的延长而明显增加。其中各组的乙酸浓度均是最高的，其次是丙酸和丁酸。RBP 组在0～48 h 的发酵过程中，总短链脂肪酸浓度也显著增加，从（6.15±0.16） mmol/L 增加到（20.04±1.17） mmol/L。结果表明，RBP 能够在体外模拟肠道发酵过程中被水解，并产生大量的短链脂肪酸，如乙酸、丙酸和丁酸等，从而产生有益的健康作用。乙酸是外周循环中最丰富的短链脂肪酸，可以作为肠道菌群和外周组织的能量来源[24]。丙酸摄入可以增加人体饱腹感，从而减少食物摄入量，防止由饮食引起的肥胖的发生[25]。丁酸对维持结肠健康和调节细胞生长方面起着关键作用，可缓解糖尿病和胰岛素抵抗[26]。Gao等 [11]研究表明，白灵菇多糖在体外发酵过程中，显著提高了混合短链脂肪酸如乙酸、丙酸和丁酸等的浓度水平，产生一定的有益作用，这与本研究结果一致。
2.2.4 发酵物中肠道微生物的测定结果分析
RBP 在门、属水平上对菌群物种的影响及在属水平上细菌群落相对丰度热图见图7。
图7 RBP 在门、属水平上对菌群物种的影响及在属水平上细菌群落相对丰度热图
Fig. 7 Effect of red beet polysaccharide on microbial community at the phylum level and genus level and heatmap of the relative abundance of bacterial community at the genus level
由图7（a）可知，在门水平上，RBP 组中厚壁菌门（Firmicutes）与放线菌门（Actinobacteria）的相对丰度随着发酵时间的延长而增加。研究表明，放线菌能控制血清胆固醇水平，发挥预防肠道疾病的有益作用[23]。RBP 组的变形菌门（Proteobacteria）和梭杆菌门（Fusobacteria）的相对丰度降低。梭杆菌门丰度的增加可能会提高癌症的发病率[27]，变形菌门丰度的增加可能导致生态失调或不稳定的肠道微生物群落结构[28]，在RBP 组中梭杆菌和变形菌的相对丰度很低，表明RBP组的肠道微生物群落生态相对稳定。因此，RBP 可以改善肠道菌群，抑制致病菌的生长。
由图7（b）可知，在属水平上，在NC 组发酵0 h 中，大肠埃希氏菌-志贺氏菌（Escherichia-Shigella）、链球菌（Streptococcus）与乳杆菌属（Lactobacillus）为优势菌种，而在NC 组发酵24 h 与48 h 中，乳杆菌属的相对丰度下降，大肠杆菌-志贺氏菌的相对丰度增加。在RBP组发酵24 h 与48 h 中，乳杆菌属（Lactobacillus）和奥尔森氏菌（Olsenella）的相对丰度增加。研究表明，乳杆菌属能发挥抑制外源性有害细菌的生长，刺激肠道功能和维生素的合成，增强人体免疫力，抑制腐败菌生长，降低直肠癌和结肠癌的风险等的有益作用[29]。而大肠埃希氏菌-志贺氏菌是常见的致病菌，能够释放脂多糖从而诱导全身炎症的潜在病原体[30]。在门水平与属水平上的物种丰度结果表明，RBP 能有效促进乳杆菌属、厚壁菌门、拟杆菌门等益生菌的增加，抑制大肠埃希氏菌-志贺氏菌、链球菌属、变形菌门等致病菌的生长，对人体产生一定的健康效应。
图7（c）为RBP 在属水平上物种的丰度聚类热图，两物种间距离越接近，说明丰度越相似[8]。由图7（c）可知，NC 组与RBP 组之间的丰度存在差异。在NC组中，大肠埃希氏菌-志贺氏菌（Escherichia-Shigella）、疣微菌科（Ruminococcaceae-UGG-002）和链球菌属（Stretococcus）的相对丰度增加，在RBP 组中，有益菌乳杆菌属（Lactobacillus）的相对丰度增加。研究表明，乳杆菌属是可以酵解碳水化合物的有益微生物，具有降血压、降血脂等的作用[29]。在Cheng 等[5]的研究中，从甜菜果肉中提取的果胶多糖，其单糖组成中的阿拉伯糖首先被肠道微生物利用，其次是葡萄糖、岩藻糖和半乳糖醛酸，并且增加Faecalibacterium、Bifidobacterium和Lactobacillus 等有益菌的相对丰度。因此，研究结果表明，RBP 有一定的益生元潜力，可以作为一种膳食补充剂，改善肠道微生物群，促进肠道健康。
3 结论
红甜菜在食品工业中可以作为一种食品着色剂或添加剂，应用到冰淇淋、酸奶和果酱等食品中。然而，多糖作为红甜菜发挥营养价值的主要成分，其结构及益生效果尚不明确。因此，在本研究中红甜菜根经水提-乙醇沉淀法提取并纯化得到甜菜多糖，通过分子量分析、单糖组成分析、红外光谱分析等方法测定结构特征，并探究其对结肠消化物的体外酵解特性。结果表明，红甜菜多糖的分子量为46.3 kDa，其单糖摩尔比为阿拉伯糖∶半乳糖∶甘露糖∶鼠李糖∶葡萄糖=6.7∶4.6∶1.7∶1.0∶1.0。在体外酵解的过程中，红甜菜多糖可调节肠道菌群组成，显著增加乳杆菌属和厚壁菌门等有益菌的相对丰度，降低变形菌门和链球菌等致病菌的相对丰度，并且产生乙酸、丙酸、丁酸等对人体有益的短链脂肪酸。研究表明，红甜菜多糖具有潜在的健康益处，有望被开发为益生元的功能性食品，为今后红甜菜多糖在机体内营养机制的研究提供理论和试验依据，也可为新型功能性食品原料的开发提供参考。
[1] FU Y, SHI J, XIE S Y, et al. Red beetroot betalains: Perspectives on extraction, processing, and potential health benefits[J]. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 2020, 68(42): 11595-11611.
[2] TAI Z G, CAI L, DAI L, et al. Antioxidant activity and chemical constituents of edible flower of Sophora viciifolia[J]. Food Chemistry, 2011, 126(4): 1648-1654.
[3] DE OLIVEIRA S P A, ALMEIDA DO NASCIMENTO H M, SAMPAIO K B, et al. A review on bioactive compounds of beet (Beta vulgaris L. subsp. vulgaris) with special emphasis on their beneficial effects on gut microbiota and gastrointestinal health[J]. Critical Reviews in Food Science and Nutrition, 2021, 61(12): 2022-2033.
[4] 郭庆晖, 张琨霖, 司茜媛, 等. 红甜菜多糖提取条件优化的研究[J]. 中国糖料, 2022, 44(2): 75-79.GUO Qinghui, ZHANG Kunlin, SI Xiyuan, et al. Study on optimization of extraction conditions of red beet polysaccharide[J]. Sugar Crops of China, 2022, 44(2): 75-79.
[5] CHENG X Y, SHOKOUH A, SIHUAN S, et al. Structure and fermentation characteristics of five polysaccharides sequentially extracted from sugar beet pulp by different methods[J]. Food Hydrocolloids,2022, 126: 107462.
[6] JIN M Y, LI M Y, HUANG R M, et al. Structural features and antiinflammatory properties of pectic polysaccharides: A review[J].Trends in Food Science & Technology, 2021, 107: 284-298.
[7] BABBAR N, DEJONGHE W, GATTI M, et al. Pectic oligosaccharides from agricultural by-products: Production, characterization and health benefits[J]. Critical Reviews in Biotechnology, 2016, 36(4): 594-606.
[8] ZHANG X, AWEYA J J, HUANG Z X, et al. In vitro fermentation of Gracilaria lemaneiformis sulfated polysaccharides and its agarooligosaccharides by human fecal inocula and its impact on microbiota[J]. Carbohydrate Polymers, 2020, 234: 115894.
[9] LIU Y, WANG S W, KANG J, et al. Arabinoxylan from wheat bran:Molecular degradation and functional investigation[J]. Food Hydrocolloids, 2020, 107: 105914.
[10] STRASSER G. Pectic substances from red beet (Beta vulgaris L.var. conditiva). Part II. Structural characterisation of rhamnogalacturonan II[J]. Carbohydrate Polymers, 2002, 48(3): 263-269.
[11] GAO Y Y, GUO Q B, ZHANG K L, et al. Polysaccharide from Pleurotus nebrodensis: Physicochemical, structural characterization and in vitro fermentation characteristics[J]. International Journal of Biological Macromolecules, 2020, 165(Pt B): 1960-1969.
[12] PRANDI B, BALDASSARRE S, BABBAR N, et al. Pectin oligosaccharides from sugar beet pulp: Molecular characterization and potential prebiotic activity[J]. Food & Function, 2018, 9(3): 1557-1569.
[13] 李媛媛, 李静, 张智远, 等. 远志多糖除蛋白工艺优化、单糖组成分析及神经保护研究[J]. 中国现代应用药学, 2022, 39(15): 1917-1924.LI Yuanyuan, LI Jing, ZHANG Zhiyuan, et al. Optimization of protein removal process, monosaccharide composition analysis and neuroprotective activity of Polygala tenuifolia polysaccharide[J].Chinese Journal of Modern Applied Pharmacy, 2022, 39(15): 1917-1924.
[14] 徐艳霞, 王蓉蓉, 牟红霞, 等. 张掖山药多糖的提取及多糖抗氧化性能的研究[J]. 广东化工, 2022, 49(17): 70-72.XU Yanxia, WANG Rongrong, MOU Hongxia, et al. The extraction and antioxidant properties of polysaccharide of Zhangye yam[J].Guangdong Chemical Industry, 2022, 49(17): 70-72.
[15] WANG N F, ZHANG X J, WANG S W, et al. Structural characterisation and immunomodulatory activity of polysaccharides from white asparagus skin[J]. Carbohydrate Polymers, 2020, 227: 115314.
[16] 徐亚, 范会芬, 赵玎玲, 等. 考马斯亮蓝法测定大豆水溶性蛋白提取方法的优化[J]. 大豆科学, 2022, 41(2): 196-202.XU Ya, FAN Huifen, ZHAO Dingling, et al. Optimization of extraction method for water-soluble protein determination by coomassie bright blue method[J]. Soybean Science, 2022, 41(2): 196-202.
[17] 张强, 季红福, 周燕, 等. 离子色谱法测毛竹竹叶单糖和糖醛酸组成[J]. 生物质化学工程, 2019, 53(6): 33-38.ZHANG Qiang, JI Hongfu, ZHOU Yan, et al. Monosaccharide and alduronic acid composition of bamboo leaves by ion chromatography[J]. Biomass Chemical Engineering, 2019, 53(6): 33-38.
[18] CHEN X M, JIN J, TANG J, et al. Extraction, purification, characterization and hypoglycemic activity of a polysaccharide isolated from the root of Ophiopogon japonicus[J]. Carbohydrate Polymers,2011, 83(2): 749-754.
[19] LUO Q L, TANG Z H, ZHANG X F, et al. Chemical properties and antioxidant activity of a water-soluble polysaccharide from Dendrobium officinale[J]. International Journal of Biological Macromolecules, 2016, 89: 219-227.
[20] GUO Q B, CUI S W, KANG J, et al. Non-starch polysaccharides from American ginseng: Physicochemical investigation and structural characterization[J]. Food Hydrocolloids, 2015, 44: 320-327.
[21] PAESANI C, SCIARINI L S, MOIRAGHI M, et al. Human colonic in vitro fermentation of water-soluble Arabinoxylans from hard and soft wheat alters Bifidobacterium abundance and short-chain fatty acids concentration[J]. LWT-Food Science and Technology, 2020,134: 110253.
[22] 龚雯, 唐婕, 韦雅渊, 等. 金花茶多糖的体外消化及酵解特性研究[J]. 食品工业科技, 2021, 42(24): 31-39.GONG Wen, TANG Jie, WEI Yayuan, et al. In vitro digestion and fermentation characteristics of polysaccharides from Camellia nitidissima Chi[J]. Science and Technology of Food Industry, 2021, 42(24): 31-39.
[23] DI GIOIA D, ALOISIO I, MAZZOLA G, et al. Bifidobacteria: Their impact on gut microbiota composition and their applications as probiotics in infants[J]. Applied Microbiology and Biotechnology,2014, 98(2): 563-577.
[24] FERREIRA-LAZARTE A, MORENO F J, CUEVA C, et al. Behaviour of citrus pectin during its gastrointestinal digestion and fermentation in a dynamic simulator (simgi®)[J]. Carbohydrate Polymers,2019, 207: 382-390.
[25] DOU Z M, CHEN C, FU X. Bioaccessibility, antioxidant activity and modulation effect on gut microbiota of bioactive compounds from Moringa oleifera Lam. leaves during digestion and fermentation in vitro[J]. Food & Function, 2019, 10(8): 5070-5079.
[26] DOU Z M, CHEN C, HUANG Q, et al. In vitro digestion of the whole blackberry fruit: Bioaccessibility, bioactive variation of active ingredients and impacts on human gut microbiota[J]. Food Chemistry, 2022, 370: 131001.
[27] LIU J, LU J F, KAN J, et al. Preparation, characterization and antioxidant activity of phenolic acids grafted carboxymethyl chitosan[J].International Journal of Biological Macromolecules, 2013, 62: 85-93.
[28] SHIN N R, WHON T W, BAE J W. Proteobacteria: Microbial signature of dysbiosis in gut microbiota[J]. Trends in Biotechnology,2015, 33(9): 496-503.
[29] YANG Y W, XING S C, LI S M, et al. Potential regulation of small RNAs on bacterial function activities in pig farm wastewater treatment plants[J]. Journal of Environmental Sciences (China), 2020,91: 292-300.
[30] 何进, 徐思杨, 刘波, 等. 乳酸菌在农业和食品加工中的应用研究进展[J]. 微生物学杂志, 2022, 42(4): 1-11.HE Jin, XU Siyang, LIU Bo, et al. Advance on applied researches of lactic acid bacteria in agriculture and food industry[J]. Journal of Microbiology, 2022, 42(4): 1-11.