植物蛋白肉制品是利用植物蛋白原料与其它植物 性原料成分，通过合成、加工而制成的具有肉类营养价值、口感和风味的食品，属于“人造肉”的一种[1]。植物蛋白肉又称作植物肉、素肉、模拟肉等[2]。植物蛋白肉这一概念最早出现于20 世纪30 年代的美国，化学家波耶发现将富含蛋白质的大豆残渣环绕盘旋成股，能够制成简单又容易消化的“肉类”，在1953 年拿到“人造肉”发明专利，这便是最早的植物蛋白肉[3]。到目前为止，经过近一个世纪的发展，植物蛋白肉的开发与生产已经形成了一套完整体系。从原料选择方面，多种多样的植物蛋白为植物基肉的生产提供了更多的可能性，如豆类蛋白中的大豆蛋白、豌豆蛋白、鹰嘴豆蛋白，谷物蛋白中的玉米蛋白，油料蛋白中的菜籽蛋白以及个别藻类蛋白均可以被用来制作植物蛋白肉。其中，大豆组织蛋白不仅价格低、易获得，而且具有优越的营养价值，展现出优异的凝胶性、持水性等食品加工特性，被公认为是用于制作植物蛋白肉的优良选择[4-5]。从加工技术方面，为更好地模拟动物肉类的外观以及质地，人们使用多种技术来制造植物肉，包括螺杆挤出、剪切与蛋白质纺丝等[6]。此外，随着科技的进步，更多新颖的方法被引入。Yuliarti 等[7]以豌豆蛋白与小麦蛋白为复合原料，创新地使用冷冻结构技术工艺开发具有独特质地的植物蛋白肉。Wen 等[6]探讨新型3D 食品打印技术在植物蛋白肉生产中的应用。高水分挤出（high moisture extrusion， HME）技术也被应用于生产组织化的植物蛋白，制成的植物蛋白被认为是肉类类似物，具有与动物肉相似的特性、感官属性和明显的纤维结构[8]。最后，在产品形式方面，根据不同的饮食文化，体现出明显的中西方植物蛋白肉产品形式差异。国外开发的植物蛋白肉主要制作成植物基肉肠、植物基肉饼、植物肉鸡块等，而国内用作烹饪的植物蛋白肉产品多以素肉丸子、素肉水饺等形式出现，更多的植物蛋白肉产品则是用拉丝蛋白制作的风味小零食[9]。
发酵肉制品是指在自然或人工控制条件下，使原料肉在微生物发酵作用下发生一系列的生化反应，从而形成具有独特风味、色泽和质地的肉制品[10]。同时，发酵还能够在一定程度上增加肉制品的胃肠消化率[11]。目前，在食品工业中，发酵食品的大规模生产通常使用发酵剂控制发酵过程，确保安全、高质量商品的生产[12]。发酵剂在促进肉制品发酵的同时，还能够抑菌、防腐、提高产品安全性，且能产生一系列代谢活性物质，从而改善发酵肉制品的感官品质和营养价值[13]。在发酵肉制品中，常用来确保生产安全高效的发酵剂包括乳酸菌[14]、酵母菌[15]、霉菌[16]和葡萄球菌等。近年来，通过真空冷冻干燥工艺制备的直投式乳酸菌发酵剂因其具有的活菌数量多、使用方法简便、保质期长等优点而被广泛应用于发酵肉制品的工业化生产[17]。
因此，本研究以植物优质蛋白大豆组织蛋白为主，通过添加乳酸菌发酵剂进行发酵，探究大豆组织蛋白发酵产品的体外消化特性，旨在阐明发酵对大豆组织蛋白产品消化特性的影响，以期为植物蛋白肉发酵产品的进一步发展奠定理论基础。
1 材料与方法
1.1 材料与试剂
大豆组织蛋白：福建省漳州素宝食品有限公司，干基状态下每100 g 样品含蛋白质62 g、脂肪2.9 g、碳水化合物6.4 g、钠115 mg、能量1 280 kJ；食盐、白砂糖、鸡精、辣椒面、花椒粉、孜然粉、五香粉、姜粉：市售；食用葡萄糖：河南万邦化工科技有限公司。
制备发酵剂所用的植物乳杆菌（Lactobacillus plantarum，L. p）、戊糖片球菌（Pediococcus pentosaceus，P. p）菌株由天津科技大学生物工程学院提供。
邻苯二甲醛（色谱级）：湖北祥昇科技有限公司；三氯乙酸（分析纯）、乙腈（色谱级）、冰醋酸（色谱级）：天津江天化工技术有限公司；十二烷基磺酸钠（分析纯）：天津市大茂化学试剂厂；三羟甲基氨基甲烷（分析纯）：北京索莱宝生物科技有限公司；正亮氨酸（色谱级）：天津博纳艾杰尔科技有限公司；无水乙酸钠（色谱级）：上海阿拉丁生化科技股份有限公司；
1.2 仪器与设备
手提式压力蒸汽灭菌器（DSX-280KB24）：上海申安医疗器械厂；高速冷冻离心机（TDZ5-WZ）：湖南湘仪实验室仪器开发有限公司；扫描电子显微镜（SU 1510）：日本Hitachi 公司；高效液相色谱仪（1260 Infinity ⅡPrime）：德国安捷伦公司；傅里叶变换红外光谱仪（VECTOR 22）：布鲁克仪器公司；恒温水浴振荡器（SHA-C）：常州市国旺仪器制造有限公司；电泳仪（Mini P-4）：北京凯元信瑞仪器有限公司。
1.3 方法
1.3.1 大豆组织蛋白发酵产品加工工艺流程
大豆组织蛋白→添加辅料→添加混合发酵剂（植物乳杆菌∶戊糖片球菌=1∶1，质量比）→混合均匀→密封，恒温发酵→沥干水分→成品。
1.3.2 体外模拟消化
依据Brodkorb 等[18]的INFOGEST 消化模型，稍作修改，对本研究样品进行体外模拟消化。本研究中发酵组与对照组样品在同一个批次中进行测试，每个时间点为一个单独的试验。称取剁碎后的发酵产品与对照产品各4 g，分别放入50 mL 离心管中，加入4 mL 含淀粉酶的口腔电解液，快速混匀后放入37 ℃恒温水浴振荡器中振荡2 min，得到模拟口腔消化后的样品。继续向样品中加入8 mL 含胃蛋白酶的胃相电解液，置于37 ℃恒温摇床中以180 r/min 的频率振荡120 min，之后加入100 µL 0.7 µg/mL 胃蛋白酶抑制剂溶液快速摇匀，得到胃消化完成的样品。用微量6 mol/L NaOH溶液将胃消化产物pH 值调至7，加入16 mL 含胰蛋白酶与胆盐的肠相电解液，继续在37 ℃恒温摇床中以180 r/min 的频率振荡120 min，结束后加入100 µL胰蛋白酶抑制剂，终止模拟消化。将各离心管置于离心机中于10 000 r/min 下离心30 min，分离上清液与沉淀物，分别保存在4 ℃冰箱中备用。依照上述方法，分别制备胃消化和肠消化0、30、60、90 min 阶段的样品并保存。
1.3.3 乳酸菌活菌数测定
取用体外消化各个阶段未经离心的样品溶液，同时以蒸馏水代替人工唾液（simulated salivary fluid，SSF）、人工胃液（simulated gastric fluid， SGF）、人工肠液（simulated intestinal fluid， SIF）按消化流程进行体外模拟消化，做消化液空白对照，检测消化过程中乳酸菌活菌数的变化。各消化阶段样品中乳酸菌数检测方法采用GB 4789.35—2016《食品安全国家标准 食品微生物学检验 乳酸菌检验》中的乳酸菌计数方法来检测。
1.3.4 蛋白质水解度测定
采用邻苯二甲醛（O-phthalaldehyde， OPA）法分析样品的蛋白水解度。
1.3.5 蛋白质降解情况测定
采用十二烷基硫酸钠-聚丙烯酰胺凝胶电泳（sodium dodecyl sulfate -polyacrylamide gel electrophoresis，SDS-PAGE）与尺寸排阻色谱来反映加工过程中不同样品的蛋白质降解情况。
SDS-PAGE 法：取胃相与肠相消化结束后的上清液，用蒸馏水稀释成蛋白含量为2 mg/mL 的溶液，静置5 min，取上清液120 µL 加入30 µL 上样缓冲液，混匀后沸水浴5 min，冷却后加入电泳凝胶的凹槽中，每个样品上样量为12 µL，Marker 上样量为7 µL。电泳仪于80 V 电压下运行30 min 左右，之后将电压升高到120 V 运行大约2 h。用考马斯亮蓝染色液浸泡胶体约2 h，再用脱色液对胶体进行脱色，直至分离胶上出现清晰的样品条带。
尺寸排阻色谱法：采用高效液相色谱分析法，以乙腈∶水∶三氟乙酸为45∶55∶0.1（体积比）配制流动相，使用TSK-GEL G2000 SWXL 色谱柱（7.8 mm×30 cm），设置色谱柱温度30 ℃，进样量10 µL，以0.5 mL/min 的流速洗脱，运行45 min，在220 nm 波长下收集数据。以标准溶液得到的数据绘制标准曲线，再根据标准曲线计算样品溶液中分子量分布情况。
1.3.6 多肽含量测定
采用双缩脲法测定不同消化阶段冻干样品中多肽含量。
1.3.7 胃肠消化后氨基酸含量测定
采用衍生化法测定胃肠消化后氨基酸含量。使用Venusil AA 氨基酸分析柱（4.6 mm×250 mm），在柱温40 ℃、进样量10 µL、波长254 nm 下用A、B 两种流动相梯度洗脱45 min，收集数据后以正亮氨酸为内标进行氨基酸组成分析。流动相A 为7.6 g 无水乙酸钠完全溶解于925 mL 超纯水中，添加微量冰醋酸使pH 值降至6.5，加入70 mL 乙腈摇匀；流动相B 为800 mL乙腈与200 mL 超纯水均匀混合，两种流动相均需用0.45 µm 滤膜进行过滤。样品溶液中各氨基酸含量（C，µg/mL）按式（1）计算。
式中：f1 为样品溶液各氨基酸峰面积/内标物峰面积；f2为混合氨基酸标准溶液各氨基酸峰面积/内标物峰面积；C0为氨基酸标准溶液中各氨基酸浓度，µg/mL。
1.3.8 体外消化率测定
将体外消化结束后的沉淀物放入105 ℃烘箱中干燥至恒重并记录。样品体外消化率（X，%）的计算方法如式（2）所示。
式中：M1 为消化沉淀物恒重后的质量，g；M0 为消化前样品质量，g。
1.4 数据统计分析
所有试验数据均由至少3 组平行试验得出。使用SPSS Statistics 26.0 软件对所得数据进行统计分析与差异性比较，结果以平均值±标准差表示。使用Origin 2018 软件将数据结果可视化，并对尺寸排阻色谱图像进行积分分析。
2 结果与分析
2.1 消化过程中乳酸菌活菌数变化
体外消化过程中乳酸菌活菌数变化见图1。
图1 体外消化过程中乳酸菌活菌数变化
Fig.1 Change of viable lactic acid bacteria count during in vitro digestion
发酵组为发酵产品在消化液中乳酸菌数变化，对照组为发酵产品在蒸馏水中的乳酸菌数。以蒸馏水与消化液的对比展示消化过程中消化电解液对产品中乳酸菌的影响。由图1 可知，在0～120 min 模拟胃消化阶段，两组样品的乳酸菌活菌数不断波动，都在1×108 CFU/mL 以上，同一组内乳酸菌的数量在各时间段差异不明显，整个胃消化阶段发酵组消化液乳酸菌数均低于对照组，在消化0、90 min 时发酵组活菌数明显低于对照组，30、60、120 min 时与对照组的差异不明显，这可能是由于胃消化液极低的pH 值对乳酸菌的生长造成了一定程度的抑制。Faye 等[19]的研究结果显示，副干酪乳杆菌INF448 和INF456 在pH3 下培养3 h后仍保持较高的存活率，而在pH 值为2 时数量有很大程度的减少。Garcia 等[20]用5 种不同的乳杆菌进行试验，也得到了相似的结果。
进入肠相消化阶段后，乳酸菌数量骤减，之后对照组乳酸菌数逐渐回升，发酵组继续减少，然后趋于稳定。发酵组120 min 时与同组内其他时间段的乳酸菌数有明显差异，并且与对照组120 min 时的数量也差异明显，后续两组之间的活菌数差距拉大。与胃相阶段相比，发酵组消化液中乳酸菌活菌数降低至1×107 CFU/mL，在后续消化时间内也有下降；对照组数量也大幅减少，但活菌数仍然维持在1×108 CFU/mL 以上，并且随着消化的进行，活菌数快速回升。在胃消化结束到肠消化开始的时间节点处，两组活菌数的断崖式下降可能是肠相电解液与蒸馏水的加入，样品被稀释所致。在120～240 min 阶段两组样品乳酸菌数量的变化能够说明肠相消化液中的胰蛋白酶与胆盐带来的高渗环境对乳酸菌的生长繁殖有明显抑制作用，但两种菌也有一定的耐受性[21]。整个消化时间内一直有大量活菌的存在，表明发酵产品中包含的植物乳杆菌与戊糖片球菌可能抵抗人体胃肠道的消化吸收到达大肠，改善大肠的肠道微生物群落结构，使产品具有一定的益生作用，提高产品的营养价值[20]。
2.2 消化过程中蛋白质水解度变化
体外消化过程中蛋白质水解度见图2。
图2 体外消化过程中蛋白质的水解度
Fig.2 Degree of protein hydrolysis during in vitro digestion
由图2 可知，在胃消化开始前，发酵组与对照组的蛋白质水解度分别为（11.12±0.21）、（9.14±0.59） g/100 g，二者差异显著，是因为发酵产品部分蛋白被发酵剂中的乳酸菌降解。随着胃消化的进行，发酵组与对照组的蛋白水解度均显著升高，且发酵组水解度一直高于对照组，胃消化结束时，发酵组的蛋白水解度达到（22.88±0.56） g/100 g，对照组为（17.97±0.67） g/100 g。进入肠消化后，样品中的蛋白开始剧烈水解，水解度成倍增加，发酵组水解度同样一直高于对照组。最终，消化完全结束后，发酵组蛋白水解度达到（75.57±1.22） g/100 g，对照组蛋白水解度达（70.07±0.72） g/100 g。
胃蛋白酶的作用位点位于酪氨酸或苯丙氨酸残基和肽键处，胰蛋白酶对赖氨酸与精氨酸残基处的裂解表现出更高的特异性[22]。由此推测，由于发酵组产品在乳酸菌的分解作用下暴露出了更多的蛋白酶结合位点，使得蛋白质在消化过程中得到更充分地水解。消化液中蛋白质的水解度代表其被消化吸收的程度，水解度越高，说明蛋白质被消化得越多。由此可见，发酵对蛋白质的消化吸收起到促进作用，提高了蛋白质的利用率。
2.3 胃肠消化后蛋白质降解情况
2.3.1 SDS-PAGE
图3 分别为两组产品胃相和肠相消化结束时上清液的凝胶电泳图。其中，48～63 kDa 中间的条带可能为模拟口腔液时加入的真菌α-淀粉酶[23]，在分析样品蛋白降解情况中不做考虑。
图3 胃、肠消化后SDS-PAGE
Fig.3 SDS-PAGE after gastric and intestinal digestion
由图3 可知，在胃消化结束时的样品上清液中，发酵组与对照组蛋白质在20～35 kDa 附近的条带明显减弱，并且发酵组在11～17 kDa 的条带丰度增加。结果表明，经过胃相的消化，大分子量的蛋白质被降解成小分子量蛋白质或多肽等物质。发酵组在20～35 kDa 的条带弱于对照组可能是由于乳酸菌的发酵作用使得其暴露出更多的蛋白酶结合位点致使更多的蛋白质被降解，这与胃消化后蛋白质水解度的试验结果一致。而胃相的SDS-PAGE 图展示出比相应时期下蛋白质水解度结果更高的蛋白质降解情况，可能是胃消化液的低pH 值导致一些蛋白质没有溶解，蛋白组成在电泳条带中未得到充分体现，也可能是消化体系中复杂成分对OPA 试剂的掩盖，影响了氨基含量的测定[24]。经过肠消化后，两组样品17～35 kDa 的蛋白条带变浅甚至消失，而11 kDa 附近及以下发现大量蛋白条带的堆叠，这表明大分子量的蛋白质几乎完全被分解成肽与氨基酸。Ketnawa 等[25]提到，胃蛋白酶在食物蛋白质的初级消化中起着重要作用，产生长链肽，然后由肠道酶进行二次消化，形成短链肽类，本试验结果与其描述的变化相一致。
2.3.2 尺寸排阻色谱
图4 为两组产品胃相和肠相消化结束时上清液经液相色谱分析处理后得到的小分子量蛋白质或肽的分子量分布图。
图4 胃、肠消化后分子量分布
Fig.4 Molecular weight distribution after gastric and intestinal digestion
由图4 可知，胃消化后发酵组样品中大于10 000 Da的组分占比低于对照组，1 000～10 000 Da 组分的占比高于对照组，小于1 000 Da 分子量的组分占比低于对照组。这证实了发酵组蛋白质在胃消化阶段更多地被分解，并且可以得出产物的分子量大多在1 000～10 000 Da，而对照组被分解的大分子量蛋白质比发酵组少，胃蛋白酶主要作用于样品表面裸露的短肽，将肽进一步降解为氨基酸，所以大于10 000 Da、小于1 000 Da 分子量的组分占比较高。
基于胃消化后的结果，在肠消化时，发酵组样品中有更多小于10 000 Da 的肽，再经胰蛋白酶水解，产生更多的氨基酸，所以小于1 000 Da 分子量的组分含量比对照组高，而对照组在肠消化过程产生大量的短链肽。与此同时，从胃到肠后产品中更多的蛋白质被分解，导致大于10 000 Da 的组分占比增加。
由图4 可知，发酵产品经过胃肠消化后，产生更多分子量低于10 000 Da 的物质。而分子量在10 000 Da以下的物质包含生物活性肽和各种氨基酸，生物活性肽在代谢的调节中起重要作用，表现出抗氧化、抗高血压、抗菌等活性[26]，而氨基酸作为支持生命的基本组成部分，对人体健康的重要性更是举足轻重。以上结果说明发酵后的大豆组织蛋白产品具有更强的功能性，营养价值更高。
2.4 消化过程中多肽含量变化
体外消化过程中多肽含量变化见图5。
图5 体外消化过程中多肽含量变化
Fig.5 Change of polypeptide content during in vitro digestion
由图5 可知，胃消化开始前，发酵组消化液中多肽含量为（1.21±0.08） mg/mL，对照组消化液中多肽含量为（0.70±0.06） mg/mL，消化初始阶段多肽含量不同是因为发酵产品在加工过程中通过微生物发酵产生了更多的可溶性多肽。胃消化0～90 min 内发酵组与对照组消化液多肽含量均逐步上升，在90～120 min 呈大幅度上升。在肠消化阶段，发酵组消化液多肽含量由（13.87±0.73）mg/mL 最终升高至（72.20±1.11） mg/mL，对照组由（5.08±0.50） mg/mL 升高至（61.31±2.22） mg/mL。这种变化趋势与上述蛋白质水解度变化和SDS-PAGE 结果相一致。
与胃消化阶段相比，多肽更多地在肠道消化期间产生。消化产生的小肽具有较为明显的生物活性，如抗氧化、抗肿瘤、抗炎等。研究证明由2～6 个氨基酸形成的小肽也可以直接被吸收[27]。与未发酵的大豆组织蛋白产品相比，整个消化过程中发酵产品消化液的多肽含量更高且差异显著，说明发酵可以提高人体对多肽的吸收，有利于人体健康，这与Ketnawa 等[25]取得的研究结果一致。
2.5 胃肠消化后氨基酸含量变化
表1 为胃相和肠相消化结束时消化液上清液冻干后氨基酸组成情况。
表1 胃、肠消化后氨基酸含量变化
Table 1 Change of amino acid content after gastric and intestinal digestion
氨基酸种类Asp Glu Ser Gly His Arg Thr Ala Pro Tyr Val Met Cys Ile Leu Phe Lys胃消化液冻干后氨基酸含量/（mg/g）对照组2.86 14.17 0.54 0.00 1.26 0.00 3.47 0.72 3.42 0.00 0.40 0.00 0.06 0.49 1.13 0.88 2.67发酵组4.51 19.28 1.23 0.36 1.60 0.25 3.79 2.36 5.06 0.63 1.70 0.05 0.10 1.27 2.73 2.47 3.88肠消化液冻干后氨基酸含量/（mg/g）对照组51.59 89.75 20.76 16.56 11.73 2.05 26.97 20.36 28.67 20.25 21.05 1.17 1.76 21.53 38.04 25.40 30.43发酵组54.56 96.67 21.37 17.99 12.07 2.01 27.63 21.12 29.24 20.64 21.16 1.42 1.82 21.95 38.53 28.20 32.99
由表1 可知，经过胃消化后，发酵组样品中各个氨基酸含量均比对照组样品高，再经过模拟肠道消化后，两组样品氨基酸的含量成倍增加，除精氨酸（Arg）外，发酵组中其他氨基酸含量同样高于对照组。说明随着模拟消化的进行，植物蛋白肉发酵产品被层层分解，产生越来越多的氨基酸，并且经过发酵的产品能在消化时产生更多的氨基酸，更好地被人体吸收利用。发酵组肠消化阶段精氨酸比对照组少，可能是发酵产品中的乳酸菌在模拟消化的同时还在进行自身的生命活动，利用消化产生的精氨酸合成其他物质[28]。
2.6 体外消化率
表2 为发酵组与对照组产品的体外消化率。
表2 体外消化率
Table 2 In vitro digestibility
注：不同小写字母表示差异显著（p＜0.05）。
组别对照组发酵组体外消化率/%87.63±0.35a 89.57±0.47b
由表2 可知，发酵组产品的体外消化率达89.57%，相较于对照组产品提高了2%左右。这表明通过乳酸菌发酵，大豆组织蛋白产品更容易被消化吸收，对人体健康更有益，这与Ketnawa 等[29]的研究结果一致。
3 结论
本研究通过体外模拟消化实验，对大豆组织蛋白发酵产品的消化特性进行探究，同时检测了消化液对乳酸菌数的影响。试验结果表明，胃液、肠液都对乳酸菌的繁衍造成不同程度的抑制，很有可能是因为胃液pH 值较低，而肠液中则存在大量的胆盐，从而使乳酸菌的生长繁殖受限，但消化液中依旧含有不少活菌，说明它们对不同环境也有一定的耐受性，可以存活于消化体系当中。在模拟消化期间，发酵产品表现出更优异的功能性，具体表现为蛋白质水解度更高、11 kDa以下多肽和氨基酸含量更高。此外，发酵产品还具有更高的多肽和氨基酸含量，营养价值更高。最后，测得发酵产品的体外消化率为（89.57±0.47）%，而对照产品的消化率为（87.63±0.35）%，说明经过乳酸菌发酵后，产品可以更好地被消化吸收，对人体健康更有益。本研究为植物蛋白肉发酵产品的开发提供了一定的数据支撑，丰富了植物蛋白肉产品的未来发展方向。
[1] 廖奕扬. 植物蛋白肉饼的研制与特征分析[D]. 长沙: 湖南农业大学, 2021.LIAO Yiyang. Preparation and characteristic analysis of vegetable protein meat cake[D]. Changsha: Hunan Agricultural University,2021.
[2] 王守伟, 李石磊, 李莹莹, 等. 人造肉分类与命名分析及规范建议[J]. 食品科学, 2020, 41(11): 310-316.WANG Shouwei, LI Shilei, LI Yingying, et al. Classification of artificial meat and suggestions on normalization of nomenclature for related terms[J]. Food Science, 2020, 41(11): 310-316.
[3] 袁波, 王卫, 张佳敏, 等. 人造肉及其研究开发进展[J]. 食品研究与开发, 2021, 42(9): 183-190.YUAN Bo, WANG Wei, ZHANG Jiamin, et al. Artificial meat and its research and development progress[J]. Food Research and Development, 2021, 42(9): 183-190.
[4] ZHANG T Y, DOU W, ZHANG X, et al. The development history and recent updates on soy protein - based meat alternatives[J].Trends in Food Science & Technology, 2021, 109: 702-710.
[5] 曾艳, 郝学财, 董婷, 等. 植物蛋白肉的原料开发、加工工艺与质构营养特性研究进展[J]. 食品工业科技, 2021, 42(3): 338-345,350.ZENG Yan, HAO Xuecai, DONG Ting, et al. Research progress on raw material development, processing technology and nutritional properties of plant based meat[J]. Science and Technology of Food Industry, 2021, 42(3): 338-345, 350.
[6] WEN Y X, CHAO C, CHE Q T, et al. Development of plant-based meat analogs using 3D printing: Status and opportunities[J]. Trends in Food Science & Technology, 2023, 132: 76-92.
[7] YULIARTI O, KIAT KOVIS T J, YI N J. Structuring the meat analogue by using plant-based derived composites[J]. Journal of Food Engineering, 2021, 288: 110138.
[8] ZHANG Z Y, ZHANG L J, HE S D, et al. High-moisture extrusion technology application in the processing of textured plant protein meat analogues: A review[J]. Food Reviews International, 2023, 39(8): 4873-4908.
[9] 肖志刚, 江睿生, 霍金杰, 等. 植物基人造肉研究进展[J]. 中国粮油学报, 2022, 37(7): 195-202.XIAO Zhigang, JIANG Ruisheng, HUO Jinjie, et al. Advance in plant-based artificial meat research[J]. Journal of the Chinese Cereals and Oils Association, 2022, 37(7): 195-202.
[10] 刘鸿中, 黄天然, 黄苏红, 等. 不同发酵剂对发酵鸡胸肉品质的影响[J]. 南京农业大学学报, 2022, 45(2): 377-385.LIU Hongzhong, HUANG Tianran, HUANG Suhong, et al. Effect of different starter cultures on the quality of fermented chicken breast[J]. Journal of Nanjing Agricultural University, 2022, 45(2):377-385.
[11] 韦诚, 段珍珍, 常荣, 等. 酸肉发酵过程中蛋白质的变化及对消化特性的影响[J]. 食品与发酵工业, 2018, 44(11): 97-104.WEI Cheng, DUAN Zhenzhen, CHANG Rong, et al. Changes of protein in sour meat during fermentation and its effects on digestive characteristics[J]. Food and Fermentation Industries, 2018, 44(11):97-104.
[12] PEREIRA G V D, NETO D P D, JUNQUEIRA A C D, et al. A review of selection criteria for starter culture development in the food fermentation industry[J]. Food Reviews International, 2020, 36(2):135-167.
[13] 张秋会, 孟高歌, 王晗, 等. 特色腊肉源细菌发酵剂对发酵牛肉品质的影响[J]. 食品工业科技, 2024, 45(8): 151-157.ZHANG Qiuhui, MENG Gaoge, WANG Han, et al. Effects of bacterias from local cured meat on the qualities of fermented beef[J]. Science and Technology of Food Industry, 2024, 45(8): 151-157.
[14] MARCO M L, HEENEY D, BINDA S, et al. Health benefits of fermented foods: microbiota and beyond[J]. Current Opinion in Biotechnology, 2017, 44: 94-102.
[15] MEFTAH S, ABID S, DIAS T, et al. Mechanisms underlying the effect of commercial starter cultures and a native yeast on ochratoxin A production in meat products[J]. LWT-Food Science and Technology, 2020, 117.
[16] COPETTI M V. Yeasts and molds in fermented food production: An ancient bioprocess[J]. Current Opinion in Food Science, 2019, 25:57-61.
[17] 赵爽, 孙娟, 刘书亮, 等. 泡菜直投式乳酸菌发酵剂的制备[J]. 食品工业科技, 2014, 35(17): 171-175,179.ZHAO Shuang, SUN Juan, LIU Shuliang, et al. Preparation of lactic acid bacteria DVS in pickle[J]. Science and Technology of Food Industry, 2014, 35(17): 171-175,179.
[18] BRODKORB A, EGGER L, ALMINGER M, et al. Infogest static in vitro simulation of gastrointestinal food digestion[J]. Nature Protocols, 2019, 14(4): 991-1014.
[19] FAYE T, TAMBURELLO A, VEGARUD G E, et al. Survival of lactic acid bacteria from fermented milks in an in vitro digestion model exploiting sequential incubation in human gastric and duodenum juice[J]. Journal of Dairy Science, 2012, 95(2): 558-566.
[20] GARCIA E F, LUCIANO W A, XAVIER D E, et al. Identification of lactic acid bacteria in fruit pulp processing byproducts and potential probiotic properties of selected lactobacillus strains[J]. Frontiers in Microbiology, 2016, 7: 1371.
[21] TOPCUK K C, KAYA M, KABAN G. Probiotic properties of lactic acid bacteria strains isolated from pastirma[J]. LWT-Food Science and Technology, 2020, 134: 110216.
[22] LV L T, LIN H, LI Z X, et al. Structural changes of 2, 2'-azobis (2-amidinopropane) dihydrochloride (AAPH) treated shrimp tropomyosin decrease allergenicity[J]. Food Chemistry, 2019, 274: 547-557.
[23] TANGNGAMSAKUL P, KARNCHANATAT A, SIHANONTH P, et al. An extracellular glucoamylase produced by endophytic fungus EF6[J]. Applied Biochemistry and Microbiology, 2011, 47(4): 412-418.
[24] ARTEAGA V G, LEFFLER S, MURANYI I, et al. Sensory profile,functional properties and molecular weight distribution of fermented pea protein isolate[J]. Current Research in Food Science,2021, 4: 1-10.
[25] KETNAWA S, OGAWA Y. Evaluation of protein digestibility of fermented soybeans and changes in biochemical characteristics of digested fractions[J]. Journal of Functional Foods, 2019, 52: 640-647.
[26] KARAMI Z, AKBARI-ADERGANI B. Bioactive food derived peptides: A review on correlation between structure of bioactive peptides and their functional properties[J]. Journal of Food Science and Technology-Mysore, 2019, 56(2): 535-547.
[27] 冯秀燕, 马秋刚, 计成. 动物营养中寡肽的研究进展[J]. 中国农业大学学报, 1999 (S1): 65-70.FENG Xiuyan, MA Qiugang, JI Cheng. Oligopeptide advancement in animal nutrition[J]. Journal of China Agricultural University,1999(S1): 65-70.
[28] HWANG H, LEE J H. Characterization of arginine catabolism by lactic acid bacteria isolated from Kimchi[J]. Molecules, 2018, 23(11): 3049.
[29] KETNAWA S, OGAWA Y. In vitro protein digestibility and biochemical characteristics of soaked, boiled and fermented soybeans[J]. Scientific Reports, 2021, 11(1): 14257.