猴头菇（Hericium erinaceus）别名猴头菌、猴菇、猴蘑，隶属于齿菌科、猴头菇属。在西藏、新疆、四川、云南等地均有生长，是一种药食同源真菌[1]。相关研究表明，每100 g 猴头菇含碳水化合物44.9 g、蛋白质26.3 g、水分10.2 g、粗纤维6.4 g、脂肪4.2 g、磷（P） 856 mg、铁（Fe）18 mg，并含有9 种人体所必需的氨基酸[2]。猴头菇作为一种名贵的食材，具有健脾、养胃、安神、抗癌等功能[3]。因其丰富的食用价值和药用价值，猴头菇食用菌成为时下研究热点，但多集中于猴头菇活性多糖、多肽、甾醇、萜类和酚类成分等方面[4]。猴头菇子实体中含有大量膳食纤维，关于猴头菇膳食纤维结构、理化、功能特性的研究及应用鲜有报道。
美国谷物化学家协会在2001 年指出“膳食纤维是碳水化合物，能够抵抗人体小肠的消化和吸收，在大肠中完全或部分发酵”[5]。膳食纤维主要指植物细胞壁组分，根据其溶解性分为可溶性膳食纤维（soluble dietary fiber，SDF）和不溶性膳食纤维（insoluble dietary fiber，IDF），其中SDF 主要指胶体类，例如果胶、阿拉伯胶，IDF 则主要指纤维素、半纤维素和木质素[6]。营养学界已对膳食纤维进行增补，将其列为人体第七大营养素。有关研究显示，膳食纤维具备水合性、持油性和吸附性等，具有调节血糖水平、降血脂、预防肥胖、润肠通便和抗氧化等一系列生理功能[7]。
膳食纤维的物理、化学和功能特性在很大程度上取决于提取方法的类型。目前，从植物中提取膳食纤维的方法主要有化学法（碱法、酸法）、复酶法、超声辅助法、发酵法以及膜分离法等[8]。其中化学法是当前食品工业中应用最普遍的方法；复酶法是利用多种酶（蛋白酶、淀粉酶、糖化酶等）的共同作用对原材料中其它组分进行分解，从而得到膳食纤维的技术，这种技术不但操作简单，而且具有较高的得率和纯度[9]，可用于食品工业的加工处理；超声辅助法是一种通过空化效应和机械效应改变物料微观结构的方法，它在增加膳食纤维含量的同时，加速有效组分的溶出，是提高产品加工特性和功能特性的有效方法[10]；发酵法是一种利用微生物发酵底物提取膳食纤维的方法，此法可获得低成本、高得率、优性能的膳食纤维，然而目前该技术尚不成熟，并且要求的环境条件复杂，无法达到工业化生产要求[11]；膜分离法是一种可以将不同分子质量的膳食纤维进行分离的技术，目前这种技术只适合提取可溶性膳食纤维[12]。
食用菌因富含膳食纤维和多种生理功能而备受研究者的重视。作为一种优质膳食纤维来源，寻找合适的提取方法是研究食用菌膳食纤维的关键。因此，本研究对比碱法、复酶法和超声辅助酶法提取到的猴头菇不溶性膳食纤维，通过研究其结构、理化及功能特性，旨在为猴头菇不溶性膳食纤维的合理充分利用提供依据，为食用菌产业的多方面应用提供一定参考。
1 材料与方法
1.1 材料与试剂
菜籽油、鸡蛋：市售；猴头菇干制品：延边清谷园电子商务有限公司；氢氧化钠、硫酸、盐酸（均为分析纯）：重庆川东化工有限公司；中性蛋白酶（50 000 U/g，食品级）、中温α-淀粉酶（10 000 U/g，食品级）、DPPH 自由基清除能力检测试剂盒、二硝基水杨酸（3，5-dinitrosalicylic acid，DNS）：北京索莱宝科技有限公司；胆固醇标准品：上海源叶生物科技有限公司；邻苯二甲醛（分析纯）：上海麦克林生化科技有限公司；葡萄糖标准品、冰醋酸（均为分析纯）：天津市科密欧化学试剂有限公司； ABTS+自由基清除能力检测试剂盒：上海碧云天生物技术股份有限公司。
1.2 仪器与设备
HWS-28 电热恒温水浴锅：上海一恒科学仪器有限公司；KQ-500DE 数控超声波清洗器：昆山市超声仪器有限公司；SS-1022 多功能粉碎机：武义海纳电器有限公司；Multiskan GO 多功能酶标仪、Nicolet iS10 傅立叶变换红外光谱仪：赛默飞世尔科技（中国）有限公司；ZWYR-240 恒温振荡器：上海智城分析仪器制造有限公司；SR-68 色差仪：三恩时科技有限公司；LyoQuest-55 真空冷冻干燥机：西班牙Telstar 集团；Sigma500 场发射高分辨扫描电镜：卡尔蔡司光学（中国）有限公司。
1.3 猴头菇IDF 的制备
将猴头菇干制品用多功能粉碎机粉碎，过80 目筛，4 ℃低温密封保存[13]。
1.3.1 碱法提取IDF
精确称量猴头菇粉末20.0 g，按1∶20 （g/mL）添加2% NaOH 溶液，搅拌均匀后于40 ℃恒温水浴浸提2 h。以5 000 r/min 离心10 min，重复用超纯水洗涤两次，离心后取沉淀。湿IDF 经-20 ℃预冻后，冷冻干燥48 h 得到的膳食纤维记为A-IDF，于-20 ℃密封保存[14]。
1.3.2 复酶法提取IDF
精确称量猴头菇粉末20.0 g，以1∶20 （g/mL）添加超纯水，搅拌均匀后调节溶液pH 值至6.0。先加入1.2%中性蛋白酶于50 ℃恒温水浴酶解2 h；然后加入1.5%中温α-淀粉酶于65 ℃恒温水浴酶解2 h，酶解完毕后于100 ℃恒温水浴10 min 灭酶。以5 000 r/min对酶解液离心10 min，重复用超纯水洗涤两次，离心后取沉淀。湿IDF 经-20 ℃预冻后，冷冻干燥48 h 得到的膳食纤维记为E-IDF，于-20 ℃密封保存[15]。
1.3.3 超声辅助酶法提取IDF
精确称量猴头菇粉末20.0 g，以1∶20 （g/mL）添加超纯水，搅拌均匀后调节溶液pH 值至6.0。加入1.2%中性蛋白酶于50 ℃、200 W 超声2 h；然后加入1.5%中温α-淀粉酶于65 ℃、200 W 超声2 h，超声完毕后沸水浴10 min 灭酶。以5 000 r/min 离心10 min，重复用超纯水洗涤沉淀，冷冻干燥后得到的膳食纤维记为UIDF[15]。IDF 得率根据公式（1）计算[16]。
式中：L 为IDF 得率，%；L1 为IDF 质量，g；L2 为猴头菇样品质量，g。
1.4 结构特性
1.4.1 扫描电子显微镜
根据Niu 等[17]的方法，通过电子扫描显微镜（scanning electron microscope，SEM）表征不同方法提取的IDF 显微结构。分别取各待测IDF 样品5 mg 粘在导电胶带上，并均匀地喷上金层，放大500 倍和1 000 倍进行观察。
1.4.2 傅立叶红外光谱
根据Niu 等[17]的方法，由傅立叶变换红外光谱仪（Fourier transform infrared spectrometer，FTIR）检测不同方法提取的IDF 分子结构变化。分别取各待测IDF样品5 mg，并与适量溴化钾（KBr）粉末混合压片，通过对4 000～400 cm-1 范围内扫描的红外图谱进行解读，初步分析其构型。
1.5 理化特性
1.5.1 持水力
参考Tang 等[18]的方法略作修改，精确称取各待测IDF 样品1.0 g 于50 mL 离心管，并加入30 mL 超纯水，将其混合均匀后室温放置24 h。以5 000 r/min 离心10 min，弃上清液，称IDF 湿质量。根据公式（2）计算IDF 的持水力。
式中：M 为持水力，g/g；M1 为IDF 样品质量，g；M2为IDF 湿质量，g。
1.5.2 持油力
参考Tang 等[18]的方法略作修改，精确称取各待测IDF 样品1.0 g 于50 mL 离心管，并加入30 mL 菜籽油，将其混合均匀后室温放置24 h。以5 000 r/min 离心10 min，弃上层菜籽油，称IDF 持油质量。根据公式（3）计算IDF 的持油力。
式中：W 为持油力，g/g；W1 为IDF 样品质量，g；W2为IDF 持油质量，g。
1.5.3 膨胀力
参考Tang 等[18]的方法略作修改，精确称取各待测IDF 样品0.5 g 于25 mL 量筒中，记录IDF 的初始体积，再加入10 mL 超纯水，将其振荡均匀后室温放置24 h，并记录IDF 的膨胀体积。根据公式（4）计算IDF的膨胀力。
式中：M 为膨胀力，mL/g；M1 为IDF 样品质量，g；V1 为IDF 的初体积，mL；V2 为IDF 的膨胀体积，mL。
1.5.4 色差度
参考Afoakwah[19]的方法，白板校正后，使用色差仪测定各IDF 样品的L*值、a*值和b*值，每个样品3 次平行。以A-IDF 为标准，根据公式（5）计算总色差，ΔE＜1表示人眼不可分辨色差；1≤ΔE≤3 表示人眼可细微分辨色差；ΔE＞3 表示人眼能明显分辨色差。
式中：ΔL 为亮度差值；Δa 为红绿差值；Δb 为红蓝差值。
1.6 功能特性
1.6.1 胆固醇吸附能力
参考郑佳欣[20]的方法，绘制胆固醇标准曲线。精密吸取1 mg/mL 胆固醇标准液0、20、40、60、80、100 µL于15 mL 试管，并用冰醋酸补足至0.4 mL。随后加入1.5 mL 邻苯二甲醛溶液和1 mL 浓硫酸，充分混匀后静置10 min，在550 nm 处测定吸光值，标准曲线方程为y=0.009x+0.019 2（R2 =0.996）。
参考Du 等[21]的方法略作修改，取新鲜鸡蛋的蛋黄按体积比加入9 倍超纯水进行稀释，搅拌成蛋黄乳液。取各待测IDF 样品1.0 g 加入25 mL 蛋黄乳液混合均匀，分别调节至pH 值至2.0 和7.0，在37 ℃、120 r/min下振荡2 h。以5 000 r/min 将混合物离心10 min，采用邻苯二甲醛法测定50 µL 上清液中胆固醇含量。胆固醇吸附能力按公式（6）计算。
式中：M 为胆固醇吸附能力，mg/g；M1 为IDF 样品质量，g；C1 为IDF 吸附后上清液中胆固醇含量，mg；C2为空白组上清液中胆固醇含量，mg。
1.6.2 葡萄糖吸附能力
精密吸取1 mg/mL 的葡萄糖标准液0.0、0.2、0.4、0.6、0.8、1.0 mL 于15 mL 试管中，并加超纯水补足至1.0 mL。随后加入2.0 mL DNS 试剂，在沸水浴中显色5 min，待冷却后加超纯水补足至12 mL，在540 nm 处测定吸光值，绘制葡萄糖标准曲线，标准曲线方程为y=0.611 3x-0.011 1（R2=0.998 8）。
参考Du 等[21]的方法略作修改，取各待测IDF 样品0.5 g 与50 mL 葡萄糖溶液（50 mmol/L）充分混匀，将混合液置于37℃、120 r/min 下振荡6 h。以5 000 r/min 对混合液离心10 min，采用DNS 法测定50 µL 上清液中葡萄糖含量。葡萄糖吸附能力按公式（7）计算。
式中：M 为葡萄糖吸附能力，mg/g；M1 为IDF 样品质量，g；G1 为IDF 吸附后上清液中葡萄糖含量，mg；G2为IDF 吸附前溶液中葡萄糖含量，mg。
1.6.3 DPPH 自由基清除率
参考林伟达等[22]的方法，制备样品溶液。准确称取各待测IDF 样品1.0 g，以1∶50 （g/mL）加入70% 乙醇溶液，并置于70 ℃恒温水浴浸提5 h，以4 000 r/min离心20 min，取上清液，4 ℃保存。
参照林伟达等[22]的方法略作修改，分别吸取样品液和DPPH 工作液（根据DPPH 自由基清除能力检测试剂盒说明书配制）各100 µL 于96 孔板中，充分混匀，避光反应30 min，在517 nm 处测定吸光值。DPPH自由基清除率按公式（8）计算。
式中：A 为DPPH 自由基清除率，%； A1 为样品液和无水乙醇混合溶液的吸光值；A2 为样品液和DPPH混合溶液的吸光值；A0 为无水乙醇和DPPH 混合溶液的吸光值。
1.6.4 ABTS+自由基清除率
根据ABTS+自由基清除能力检测试剂盒说明书配制ABTS 母液，室温避光放置，过夜待用。并用80%乙醇将其稀释为在734 nm 处吸光值为0.70±0.02 的工作液。分别吸取样品液50 µL 和ABTS 工作液150 µL，充分混匀，避光反应6 min，测定吸光值。ABTS+自由基清除率按公式（9）计算。
式中：A 为ABTS+自由基清除率，%；A1 为样品液和80% 乙醇混合溶液的吸光值；A2 为样品液和ABTS 混合溶液的吸光值；A0 为80%乙醇和ABTS 混合溶液的吸光值。
1.7 统计分析
试验数据均为3 次重复，所得结果用平均值±标准差表示。使用SPSS 26.0 版本统计软件对数据进行单因素方差分析，差异显著性水平为P＜0.05，采用Graph-Pad Prism 9.0 绘图软件进行作图。
2 结果与分析
2.1 提取方法对IDF 得率的影响
猴头菇不溶性膳食纤维的得率如图1 所示。
图1 提取方法对猴头菇IDF 得率的影响
Fig.1 Effect of extraction methods on IDF yield of H. erinaceus
由图1 可知，在3 种提取方法中，碱法提取的猴头菇不溶性膳食纤维得率最高，与复酶法和超声辅助酶法的得率存在显著差异（P＜0.05），其中超声辅助酶法提取得率略高于复酶法。这可能是由于碱法在对原料进行处理时，反复调节pH 值，大量引入阴阳离子，导致了提取后的IDF 呈现一定碱性，非常不利于IDF 的进一步加工[23]；另一方面，超声辅助酶法的得率在碱法与复酶法之间，相较而言它的操作更简便，提取效率更高，并且还降低了对环境的污染[8]，因此更适合用来提取猴头菇不溶性膳食纤维。
2.2 提取方法对IDF 结构的影响
2.2.1 电子扫描显微镜结果
猴头菇IDF 的电镜扫描见图2。
图2 猴头菇IDF 的电镜扫描结果
Fig.2 Results of scanning electron micrographs of H. erinaceus IDF
由图2 可知，不同提取方法所得的IDF 显微结构存在差异。其中碱法提取的IDF 表面疏松，孔隙度高，具有一定的空间结构，纤维碎屑较多，堆叠密集；复酶法提取的IDF 结构平坦，表面光滑致密，存在大量沟壑和突起，纤维颗粒较小，比表面积较大；超声辅助酶法提取的IDF 呈不规则块状，具有三维空间结构，表面存在相互交错的沟壑和网眼孔洞，内部疏松多孔，呈蜂窝状。对比电镜图像发现，碱法、复酶法和超声辅助酶法均对IDF 的显微结构造成了一定影响。其中碱法提取的IDF 相比复酶法表面孔隙更多，这可能是因为提取过程中经过氢氧化钠的处理，使IDF 微观结构及分子量变化，从而引起聚合程度降低[24]；与超声辅助酶法相比，复酶法提取的IDF 结构更平坦、孔洞更少，这可能是因为超声波的空化效应对IDF 的完整性进行了破坏，从而使U-IDF 出现了具有多孔隙的蜂窝结构[25]。IDF 的显微结构与其理化特性和功能特性有密切联系，因此电镜结果表明，提取方法可能会对猴头菇不溶性膳食纤维的理化及功能特性产生影响。
2.2.2 傅立叶红外光谱分析结果
猴头菇不溶性膳食纤维红外光谱见图3。
图3 猴头菇IDF 的红外光谱
Fig.3 Infrared spectra of H. erinaceus IDF
由图3 可知，3 种方法提取的IDF 在吸收峰上无明显区别，且显示出了相似的特征峰。其中位于3 423 cm-1 处的宽带由羟基伸缩振动产生，表明IDF 含有果胶（半乳糖醛酸）与半纤维素（半乳糖、木糖、阿拉伯糖、甘露糖），A-IDF 在此处的吸收峰增强，表明碱处理的IDF 拥有更多的羟基基团；2 924 cm-1 处的条带与甲基和亚甲基的碳氢振动有关，显示存在典型的多糖化合物结构；1 638 cm-1 处为芳香族木质素的特征吸收峰；1 375 cm-1 附近为碳氢振动特征峰；1 252 cm-1 附近由碳氧键弯曲产生，表明存在多糖糖苷键；1 042 cm-1处的特征峰是半纤维素中醚键的拉伸，表明吡喃糖环的存在。其中复酶法和超声辅助酶法特征峰的吸收强度均弱于碱法，这很可能是酶处理使纤维结构发生了一定程度的降解，导致峰强度下降[23]。
通过对比碱法、复酶法及超声辅助酶法提取的3 种IDF 的红外光谱图，发现三者特征峰的位置和类型基本相同，表明提取方法并未改变猴头菇不溶性膳食纤维的基团。通过对比峰强度发现，碱法提取的IDF 在3 423 cm-1 处的吸收更强，表明其拥有更多的羟基基团，亲水性较好，这与其持水力的研究结果一致。与此同时，复酶法和超声辅助酶法提取的IDF 拥有较弱的特征峰，可能是因为酶处理使纤维结构发生了降解。综上所述，3 种方法提取的IDF 除波数和吸收强度略有不同外，都保持有多糖特征结构。
2.3 提取方法对IDF 理化特性的影响
2.3.1 持水力、持油力、膨胀力
在评价膳食纤维的水合性能时，持水力和膨胀力是两个主要指标，这两个指标数值越高，通常说明水合性能越好。提取方法对猴头菇IDF 持水力、持油力、膨胀力的影响见图4。
图4 提取方法对猴头菇IDF 持水力、持油力、膨胀力的影响
Fig.4 Effects of extraction methods on water holding capacity， oil holding capacity， and swelling capacity of H. erinaceus IDF
由图4 可知，提取方法对IDF 水合性能存在显著差异（P＜0.05）。3 种方法得到的IDF 持水力在4.80～6.47 g/g，以碱法最佳，超声辅助酶法次之，复酶法最差；在膨胀力方面，超声辅助酶法＞碱法＞复酶法。与此同时，持油力也是评价膳食纤维质量的一个重要因素。由图4 可知，复酶法提取的IDF 持油力最好，为（2.91±0.14） g/g，显著高于碱法（2.50±0.11） g/g 和超声辅助酶法（2.29±0.01） g/g），三者之间差异显著（P＜0.05）。
膳食纤维是具有多糖结构的复杂碳水化合物，其良好的理化特性，有助于其发挥理想的生理功能。研究发现，膳食纤维含有大量的亲水基团，可通过与水分子结合，使其发生膨胀，形成体积效应，从而提高饱腹感，降低摄食量，促进粪便排出，有预防肥胖和便秘的作用[7]。上述测定结果表明，3 种方法提取的IDF 在水合性能方面存在显著差异（P＜0.05），其中碱法和超声辅助酶法提取的IDF 具有更高的持水力和膨胀力，说明碱法和超声辅助酶法可以使提取的IDF 具有更多的亲水基团，并显著改善IDF 的持水力和膨胀力。此外水合性能还与IDF 含量、化学结构和多孔性有关[25]，疏松多孔的结构可增大膳食纤维与水的接触面积，从而有助于提高其水合性能。这可能是碱法和超声辅助酶法提取的IDF 具有更高的持水力和膨胀力的原因，这些结果与SEM 的分析一致。
高持油力膳食纤维可降低食品加工过程中的油脂损耗，有效改善食品质构，赋予食品良好的品质。有研究指出，膳食纤维的持油能力与其比表面积有关，理论上，膳食纤维比表面积越大，其持油能力就越强[20]。在本研究中，提取方法对IDF 持油能力有显著影响（P＜0.05），其中复酶法提取的IDF 拥有最高的持油力，可能与其纤维颗粒小，比表面积大有关，这与SEM 的分析一致。
2.3.2 色差度
不同方法提取的IDF 色差测定结果见表1。其中L*值表示明暗度，0～100 表示由黑到白；a*值表示红绿值，正数表示偏红，负数表示偏绿；b*值表示黄蓝值，正数表示偏黄，负数表示偏蓝[19]。
表1 提取方法对猴头菇IDF 色差的影响
Table 1 Effect of extraction methods on IDF color aberration of H. erinaceus
注：同列不同小写字母表示差异显著（P＜0.05）；-表示未测出。
样品A-IDF E-IDF U-IDF L*值30.78±0.02b 29.64±0.02c 31.78±0.02a a*值4.01±0.02b 3.61±0.01c 4.78±0.01a b*值7.65±0.01b 6.80±0.01c 8.35±0.01a ΔE-1.48±0.01 1.44±0.03
由表1 可知，猴头菇IDF 亮度值较低，整体颜色倾向红色和黄色。提取方法对IDF 的L*值、a*值、b*值均存在显著差异（P＜0.05）。其中超声辅助酶法提取的IDF 拥有更高的亮度值、红绿值以及黄蓝值。此结果表明超声辅助酶法提取的IDF 整体色泽优于碱法与复酶法，这可能与超声过程更利于猴头菇样品脱色有关。
2.4 提取方法对IDF 功能特性的影响
2.4.1 胆固醇吸附能力
分别在pH2.0（模拟胃）和pH7.0（模拟肠）条件下，测定不同方法提取的IDF 的胆固醇吸附能力，结果如图5 所示。
图5 提取方法对猴头菇IDF 吸附胆固醇的影响
Fig.5 Effect of extraction method on cholesterol adsorption of H. erinaceus IDF
由图5 可知，当模拟肠环境时，IDF 对胆固醇的吸附能力依次表现为超声辅助酶法（6.67±1.73） mg/g＞复酶法（5.85±0.79） mg/g＞碱法（5.63±1.28） mg/g。当模拟胃环境时，IDF 对胆固醇的吸附能力在2.72～4.21 mg/g，显著低于模拟肠环境，其中碱法为（2.72±0.86） mg/g，复酶法为（4.21±0.30） mg/g，超声辅助酶法为（3.43±0.86） mg/g。胆固醇摄入过量是诱发高血脂、动脉粥样硬化以及心血管等慢性疾病的原因之一。研究表明，膳食纤维表面含有能与胆固醇螯合的活性基团，通过减少胆固醇向胆汁酸的转化，从而有助于降低肝脏中胆固醇含量[26]。上述研究结果发现，同种IDF 在模拟肠（pH7.0）时的胆固醇吸附能力显著大于模拟胃（pH2.0），相同pH 值条件下3 种IDF 的胆固醇吸附能力无显著差异（P＞0.05）。由此可见提取方法对IDF 吸附胆固醇无显著影响，pH 值对IDF 吸附胆固醇则有显著影响，并且IDF 对胆固醇的吸附主要在小肠，其次是胃，这与王司琪[14]的研究结果一致。
2.4.2 葡萄糖吸附能力
提取方法对猴头菇IDF 吸附葡萄糖的影响见图6。
图6 提取方法对猴头菇IDF 吸附葡萄糖的影响
Fig.6 Effect of extraction method on glucose adsorption of H. erinaceus IDF
由图6 可知，3 种方法提取的IDF 均具有良好的葡萄糖吸附能力。其中超声辅助酶法对葡萄糖的吸附能力最强，并与碱法和复酶法存在显著差异（P＜0.05）。膳食纤维可以降低瞬时血糖浓度，保持餐后血糖水平，主要原因是其对高浓度葡萄糖的吸附作用，通过阻碍葡萄糖的扩散，降低肠道中葡萄糖浓度，减少肠壁吸收[27]。葡萄糖吸附能力的强弱与膳食纤维中SDF 的含量和物理结构有关[28]。上述研究结果发现，碱法、复酶法和超声辅助酶法提取的IDF 均可有效吸附葡萄糖，从而有助于减少肠中葡萄糖量，维持餐后血糖水平。其中超声辅助酶法对葡萄糖的吸附能力显著大于碱法和复酶法，推测与超声处理后形成的疏松多孔结构及其高膨胀力有关，高膨胀力IDF 吸水后使得纤维体积膨大，孔隙更为疏松，从而有利于葡萄糖分子的嵌入。
2.4.3 抗氧化活性
图7 为不同提取方法所得IDF 对DPPH 自由基和ABTS+自由基的清除率。
图7 提取方法对猴头菇IDF 抗氧化活性的影响
Fig.7 Effect of extraction method on antioxidant activity of H. erinaceus IDF
由图7 可知，提取方法对DPPH 自由基清除能力存在显著差异（P＜0.05）。其中超声辅助酶法（54.67±2.94）%提取的IDF 对DPPH 自由基的清除能力最强，并 显 著 高 于 复 酶 法（50.43±1.52）%和 碱 法（7.34±0.79）%。3 种IDF 对ABTS+自由基的清除能力与其清除DPPH 自由基的趋势一致，均表现为超声辅助酶法（56.97±1.15）%＞复酶法（49.3±1.45）%＞碱法（44.49±1.33）%，三者之间差异显著（P＜0.05）。
DPPH 自由基以氮为中心，相对稳定，是评价样品抗氧化能力的一个关键指标，在抗氧化类食品、保健品及药品中得到了广泛的使用。其醇溶液呈紫色，在517 nm 处有强吸收，当体系存在抗氧化剂时会因自由基被清除而使溶液颜色变浅。据研究报道，膳食纤维中的多酚类物质和其侧链基团（氨基、羟基、游离羧基等）可作为供氢体与自由基发生反应，将自由基转化为相应的离子或分子，进而淬灭自由基[29]。上述研究结果发现，3 种IDF 对DPPH 自由基的清除能力表现为超声辅助酶法最强，复酶法次之，碱法最差。其中超声辅助酶法提取的IDF 对DPPH 自由基的清除率最高可能与U-IDF 含有更多碳氢键和游离羟基有关，使得UIDF 供氢体增多，DPPH 自由基清除能力增强[30]。
ABTS+自由基由ABTS 在适当氧化剂（过硫酸钾）作用下生成，当体系存在抗氧化物时会抑制ABTS+自由基的产生，使溶液由绿色变为无色，减弱其在734 nm 处的吸收，所以可通过该颜色反应来评估其抗氧化活性[20]。有科学证据表明，多酚类物质是天然抗氧化物，膳食纤维对自由基起清除作用主要与其含有酚类物质相关。本研究通过测定DPPH 自由基和ABTS+自由基清除率，比较不同方法提取的IDF 的抗氧化活性差异。两种抗氧化活性指标结果可以看出，3 种IDF 的抗氧化顺序一致，且碱法提取的IDF 均表现出最弱的抗氧化活性，推测是因为碱处理造成了多酚等抗氧化物质的大量分解和损失，从而造成了其抗氧化活性的下降。
3 结论
本文以猴头菇为原料，对比探究碱法、复酶法和超声辅助酶法对猴头菇不溶性膳食纤维结构、理化及功能特性的影响。结果表明，不同提取方法的IDF 得率不同，其中碱法制备的IDF 得率最高，为（42.95±1.43）%；结构方面，SEM 显示，碱法和超声辅助酶法使IDF 具有大量褶皱和疏松多孔结构，复酶法使IDF 结构平坦，表面光滑致密；FTIR 显示，碱法、复酶法及超声辅助酶法提取的IDF 均有多糖特征结构，三者峰形相似，化学键类型相同；理化特性方面，碱法和超声辅助酶法制备的IDF 具有更高的水合性能，且超声辅助酶法有利于IDF 保持良好的色泽，复酶法则有利于IDF 具有更好的持油力；功能特性方面，3 种方法提取的IDF 均能有效吸附胆固醇和葡萄糖，其中超声辅助酶法对胆固醇和葡萄糖的吸附能力最佳，且具有良好的抗氧化活性。综上所述，提取方法对猴头菇不溶性膳食纤维结构、理化及功能特性方面存在影响。从安全性和功能性的角度综合考虑，超声辅助酶法提取的IDF 结构松散多孔，理化性质和功能特性良好，可以作为提取猴头菇不溶性膳食纤维的有效方法。
[1] 张宝翠, 刘晓鹏, 朱玉昌, 等. 猴头菇的研究进展[J]. 食品安全质量检测学报, 2019, 10(8): 2285-2292.ZHANG Baocui, LIU Xiaopeng, ZHU Yuchang, et al. Research progress on Hericium erinaceus[J]. Journal of Food Safety & Quality, 2019, 10(8): 2285-2292.
[2] 谭佳媛, 王栩俊, 王星丽, 等. 猴头菇的养生保健价值[J]. 食药用菌, 2015, 23(3): 188-193.TAN Jiayuan, WANG Xujun, WANG Xingli, et al. The health value of Hericium erinaceus(Review)[J]. Edible and Medicinal Mushrooms, 2015, 23(3): 188-193.
[3] CAI W D, DING Z C, WANG Y Y, et al. Hypoglycemic benefit and potential mechanism of a polysaccharide from Hericium erinaceus in streptozotoxin-induced diabetic rats[J]. Process Biochemistry,2020, 88: 180-188.
[4] LI W, BANG S H, LEE C, et al. Sterols, aromatic compounds, and cerebrosides from the Hericium erinaceus fruiting body[J]. Biochemical Systematics and Ecology, 2017, 70: 254-259.
[5] SIDDIQUI H, SULTAN Z, YOUSUF O, et al. A review of the health benefits, functional properties, and ultrasound-assisted dietary fiber extraction[J]. Bioactive Carbohydrates and Dietary Fibre, 2023,30: 100356.
[6] NIRMALA PRASADI V P, JOYE I J. Dietary fibre from whole grains and their benefits on metabolic health[J]. Nutrients, 2020,12(10): 3045.
[7] SOLIMAN G A. Dietary fiber, atherosclerosis, and cardiovascular disease[J]. Nutrients, 2019, 11(5): 1155.
[8] 高小娜, 赵山山. 不同原料中膳食纤维提取研究进展[J]. 保鲜与加工, 2021, 21(12): 144-150.GAO Xiaona, ZHAO Shanshan. Research progress on extraction of dietary fiber from different raw materials[J]. Storage and Process,2021,21(12): 144-150.
[9] 张静, 黄月. 水果中膳食纤维提取方法研究进展[J]. 中国果菜,2021, 41(6): 101-104.ZHANG Jing, HUANG Yue. Research progress on extraction methods of dietary fiber from fruit[J]. China Fruit & Vegetable, 2021, 41(6): 101-104.
[10] 任恒, 林声伟, 丑义宣, 等. 超声波处理对膳食纤维结构、理化特性影响的研究进展[J]. 食品工业科技, 2022, 43(17): 474-481.REN Heng, LIN Shengwei, CHOU Yixuan, et al. Research progress on the effect of ultrasonic modification on structures and physicochemical properties of dietary fibers[J]. Science and Technology of Food Industry, 2022, 43(17): 474-481.
[11] 曲鹏宇, 李丹, 李志江, 等. 膳食纤维功能、提取工艺及应用研究进展[J]. 食品研究与开发, 2018, 39(19): 218-224.QU Pengyu, LI Dan, LI Zhijiang, et al. Research progress on function, extraction process and application of dietary fiber[J]. Food Research and Development, 2018, 39(19): 218-224.
[12] 叶秋萍, 曾新萍, 郑晓倩. 膳食纤维的制备技术及理化性能的研究进展[J]. 食品研究与开发, 2019, 49(17): 212-217.YE Qiuping, ZENG Xinping, ZHENG Xiaoqian. Research progress on preparation technology and physicochemical properties of dietary fiber[J]. Food Research and Development, 2019, 49(17): 212-217.
[13] LEI J Y, ZHANG Y T, GUO D D, et al. Extraction optimization,structural characterization of soluble dietary fiber from Morchella importuna, and its in vitro fermentation impact on gut microbiota and short-chain fatty acids[J]. CyTA - Journal of Food, 2022, 20(1):128-142.
[14] 王司琪. 玉木耳膳食纤维的提取、表征及降血糖作用研究[D].长春: 吉林农业大学, 2022.WANG Siqi. Study on extraction, characterization and hypoglycemic effect of dietary fiber from Auricularia auricula[D].Changchun:Jilin Agricultural University, 2022.
[15] JIA F J, LIU X C, GONG Z Q, et al. Extraction, modification, and property characterization of dietary fiber from Agrocybe cylindracea[J]. Food Science & Nutrition, 2020, 8(11): 6131-6143.
[16] TIAN B M, PAN Y Z, WANG J, et al. Insoluble dietary fibers from by-products of edible fungi industry: Basic structure, physicochemical properties, and their effects on energy intake[J]. Frontiers in Nutrition, 2022, 9: 851228.
[17] NIU Y G, LI N, XIA Q, et al. Comparisons of three modifications on structural, rheological and functional properties of soluble dietary fibers from tomato peels[J]. LWT-Food Science and Technology,2018, 88: 56-63.
[18] TANG C D, WU L R, ZHANG F S, et al. Comparison of different extraction methods on the physicochemical, structural properties,and in vitro hypoglycemic activity of bamboo shoot dietary fibers[J].Food Chemistry, 2022, 386: 132642.
[19] AFOAKWAH N A. Jerusalem artichoke (Helianthus tuberoses) dietary-fiber powder functionality[J]. Heliyon, 2022, 8(12): e12426.
[20] 郑佳欣. 刺梨渣膳食纤维蒸汽爆破改性及结构、功能性质研究[D]. 北京: 北京林业大学, 2020.ZHENG Jiaxin. Study on steam explosion modification, structure and functional properties of dietary fiber from Rosa roxburghii residue[D].Beijing: Beijing Forestry University, 2020.
[21] DU X J, WANG L, HUANG X, et al. Effects of different extraction methods on structure and properties of soluble dietary fiber from defatted coconut flour[J]. LWT - Food Science and Technology,2021, 143: 111031.
[22] 林伟达, 李娜, 祝子坪, 等. 不同提取方法对青钱柳叶不溶性膳食纤维理化性质和抗氧化活性的影响[J]. 食品研究与开发,2022, 43(6): 93-98.LIN Weida, LI Na, ZHU Ziping, et al. Effects of different extraction methods on physicochemical properties and antioxidant activity of insoluble dietary fiber from Cyclocarya paliurus leaves[J]. Food Research and Development, 2022, 43(6): 93-98.
[23] 蒋纬, 王嘉莹, 何鸿. 不同提取方法对野木瓜膳食纤维提取及其抗氧化特性的影响研究[J]. 农产品加工, 2019(24): 28-31.JIANG Wei, WANG Jiaying, HE Hong. Effects of different extraction methods on dietary fiber extraction and antioxidant properties of wild papaya[J]. Farm Products Processing, 2019(24): 28-31.
[24] 桑嘉玘, 辜青青, 徐玉娟, 等. 提取方法对柚皮海绵层不溶性膳食纤维理化性质、功能及结构的影响[J]. 食品与发酵工业,2022, 48(3): 149-154.SANG Jiaqi, GU Qingqing, XU Yujuan, et al. Effect of extraction method on physicochemical properties, function and structure of insoluble dietary fiber in the sponge layer[J]. Food and Fermentation Industry, 2022,48 (3): 149-154.
[25] 潘利华, 徐学玲, 罗建平. 超声辅助提取水不溶性大豆膳食纤维及其物理特性[J]. 农业工程学报, 2011, 27(9): 387-392.PAN Lihua, XU Xueling, LUO Jianping. Ultrasound-assisted extraction of insoluble dietary fiber from soybean and its physical properties[J]. Transactions of the Chinese Society of Agricultural Engineering, 2011, 27(9): 387-392.
[26] 梁志宏, 尹蓉, 张倩茹, 等. 提取方式对枣膳食纤维理化及功能特性的影响[J]. 食品与发酵工业, 2019, 45(19): 132-137.LIANG Zhihong, YIN Rong, ZHANG Qianru, et al. Effects of extraction methods on physiochemical and functional properties of dietary fiber in jujube[J]. Food and Fermentation Industries, 2019, 45(19): 132-137.
[27] 黄六容, 陈甜, 李璇, 等. 改性方法对大蒜秸秆总膳食纤维功能特性的影响[J]. 中国食品学报, 2018, 18(9): 61-67.HUANG Liurong, CHEN Tian, LI Xuan, et al. Effect of modified methods on the functional properties of total dietary fiber from garlic straw[J]. Journal of Chinese Institute of Food Science and Technology, 2018, 18(9): 61-67.
[28] 李杨, 胡淼, 孙禹凡, 等. 提取方式对大豆膳食纤维理化及功能特性的影响[J]. 食品科学, 2018, 39(21): 18-24.LI Yang, HU Miao, SUN Yufan, et al. Effect of different extraction methods on physicochemical and functional properties of soybean dietary fiber[J]. Food Science, 2018, 39(21): 18-24.
[29] 黄小惠, 叶静, 肖美添. 江蓠膳食纤维体外功能特性[J]. 农业机械, 2011(17): 139-142.HUANG Xiaohui, YE Jing, XIAO Meitian. Functional characteristics of Gracilaria dietary fiber in vitro[J]. Farm Machinery, 2011(17): 139-142.
[30] 赵丽, 宋一茉, 朱丹实, 等. 不同提取方法对鲜食大豆荚膳食纤维抗氧化特性的影响[J]. 食品工业科技, 2015, 36(20): 155-158.ZHAO Li, SONG Yimo, ZHU Danshi, et al. Effect of different extraction methods on antioxidant properties of dietary fiber from vegetable soybean pods[J]. Science and Technology of Food Industry,2015, 36(20): 155-158.