乳酸菌（lactic acid bacteria，LAB）是呈球状或杆状，无芽孢、厌氧或兼性厌氧、过氧化氢酶阴性，其碳水化合物代谢产物主要以乳酸为主的革兰氏阳性细菌[1]。乳酸菌广泛存在于自然界中的动植物体内，种类众多。大多数乳酸菌属于益生菌，无致病性，可以帮助肠道蠕动，促进消化，有助于肠道菌群平衡、降低胆固醇吸收、缓解乳糖不耐症、调节免疫系统，还有研究指出乳酸菌具有抑菌、抗氧化和抗癌等作用[2]。乳酸菌能够与肠道中存在的致病菌和食品腐败微生物竞争生存空间从而抑制它们的生长[3]；可以维持消化系统菌群的平衡，改善免疫系统，起到提高免疫力的作用[4]。目前大多数乳酸菌都是从动物源性产品中分离得到，从传统植物源性发酵产品中分离乳酸菌的研究较少。
燕麦（Avena sativa L.）属禾本科植物，在全球五大洲的42 个国家（地区）均有种植，其总产量次于小麦、水稻、玉米、大麦、高粱，居第6 位[5-6]。与其他农作物相比较，燕麦的营养成分丰富，富含黄酮、蛋白质、矿物质和纤维素等营养物质[7]，其氨基酸组成更为合理，必需氨基酸占总氨基酸含量的33.14%。同时燕麦中最具有功能性的物质是β-葡聚糖，具有调节胆固醇、血脂、血糖作用，因此具有预防和治疗心脑血管疾病及Ⅱ型糖尿病等作用[8]。内蒙古燕麦种植面积广，占全国种植面积的35%以上[9]。但燕麦的深加工产品，特别是发酵型产品目前在国内还属于起步阶段，目前尚未有燕麦植物基发酵的专用菌株。随着生活水平的提高，人们对食品健康化、多样化的需求增加，对乳酸菌在不同发酵基质中的适应性和耐受性提出了更高的要求。燕麦在进行发酵前，通常会采用酶解技术对淀粉进行水解，以获得10%左右的糖含量，但其中能够给乳酸菌提供碳源的还原糖含量为10 g/L 左右，相较正常乳酸菌生长条件中还原糖含量（20 g/L）减少1/2。因此需要筛选出可以在还原糖含量10 g/L 条件下正常生长且性能优良的乳酸菌菌株用于燕麦植物基发酵。
本文从酸粥和酸菜中筛选出具有产酸能力强、耐受性好、产香、在低糖环境下可以正常生长的优良乳酸菌。筛选适合燕麦植物基发酵的低糖乳酸菌是开发燕麦发酵型深加工产品的关键技术之一，为燕麦的发酵深加工奠定基础，同时丰富乳酸菌种质资源。
1 材料与方法
1.1 材料与仪器
1.1.1 材料
酸粥：产自内蒙古自治区鄂尔多斯市准格尔旗；酸菜：产自巴彦淖尔市乌拉特前旗。
蛋白胨、牛肉浸粉、酵母粉、葡萄糖、牛胆盐（均为分析级）：广东环凯微生物科技有限公司；K2HPO4、柠檬酸二胺、无水乙酸钠、吐温80、MgSO4·7H2O、MnSO4、琼脂、CaCO3、氯化钠（均为分析级）：国药集团化学试剂有限公司。
细菌总DNA 提取试剂盒：北京天根生化科技有限公司；2×PCR Master Mix：上海生工生物工程技术服务有限公司；核酸染料：索莱宝生物科技有限公司；6×Loading Buffer：宝日医生物技术（北京）有限公司；革兰氏染液：广东环凯生物科技有限公司；菌株鉴定试剂盒：青岛海博生物技术有限公司。
1.1.2 仪器
酶标仪（SYNERGY H1）：美国BioTek Instruments公司；UPV 凝胶成像分析系统（CDS8000）：美国伯乐公司；荧光显微镜（DM3000）：德国徕卡公司；扫描电镜（TM4000）：日本日立公司；PCR 仪（ABI9700 PCR）：美国应用系统生物公司；全自动高压灭菌锅（KG-SX-500）：日本Tomy Digital Biology 公司；台式高速冷冻离心机（Eppendorf 5810R）：德国艾本德公司；恒温培养箱（DHP-9802）：上海一恒科学仪器有限公司；漩涡振荡器（VORTEX-BE1）：山东千司科学仪器有限公司；数字式pH 计（FE2）：梅特勒托利多科技（中国）有限公司。
1.2 试验方法
1.2.1 培养基的配制
MRS 液体培养基：蛋白胨10 g、牛肉浸粉10 g、酵母粉5 g、葡萄糖20 g、K2HPO4 2 g、柠檬酸二胺2 g、无水乙酸钠5 g、吐温80 1 mL、MgSO4·7H2O 0.5 g、MnSO4 0.25 g、蒸馏水1 000 mL。
低糖MRS 培养基：低糖MRS 培养基葡萄糖的使用量为10 g/L，其他试剂的使用量与MRS 液体培养基相同。
乳酸菌分离培养基：在MRS 液体培养基的基础上添加1.5%的琼脂以及1%的CaCO3。
1.2.2 乳酸菌的分离纯化
参考GB 4789.35—2016《食品安全国家标准食品微生物学检验乳酸菌检验》中的方法，遵循无菌操作[10]，取1.0 g 样品，用10.0 mL 无菌生理盐水稀释，使用漩涡振荡器混匀5 min，备用。10 倍系列稀释培养液，在乳酸菌分离培养基平板上涂布100 μL 10-4、10-5、10-6稀释液，于37 ℃厌氧培养48 h[11]，选择有溶钙圈、形态呈现微白色且有些许凸起、大小中等的圆形湿润乳酸菌菌落，反复划线纯化。对纯化后的菌株进行革兰氏染色和过氧化氢酶试验，初筛菌株为革兰氏阳性、过氧化氢酶阴性、不形成芽孢的菌株[12]。
1.2.3 低糖乳酸菌的驯化
乳酸菌的驯化培养采用低糖MRS 培养基（葡萄糖的使用量为10 g/L），取5.0 mL 低糖MRS 培养基于试管中，加入200.0 μL 分离得到的乳酸菌菌液，作为原代，37 ℃静置培养。培养24 h 后，按4%的接种量，接入已灭菌的装有低糖MRS 培养基的试管中，在37 ℃条件下静置培养2 d，每天定时检测培养液的pH 值变化。对可以在低糖MRS 培养基中少量生长的菌株进行连续传代培养8 代，使其适应低糖环境。经过低糖驯化，得到了可以在低糖MRS 培养基中生长且生长24 h后培养基pH 值低于4.00、活菌数大于106 CFU/mL 的乳酸菌菌株[13]。
1.2.4 菌株耐受性试验
1.2.4.1 耐酸性试验
将供试菌株活化后按4%接种量接种到pH 值为1.5、2.5、3.5、4.5、5.5、6.4 的MRS 培养基中静置培养[14]，37 ℃培养2 h，测各组菌液的OD600nm。
1.2.4.2 耐胆盐试验
将活化后的菌株，按4%接种量接种于牛胆盐质量浓度为0、0.05、0.10、0.30、0.50 g/L 的MRS 液体培养基中，37 ℃培养16 h，测各组菌液的OD600nm[15]。
1.2.4.3 耐渗透压能力
参考降初祝玛等[16]的方法，将供试菌株按4%接种量接种到NaCl 质量分数为0%、3.0%、6.0%、7.5%、9.0%的MRS 培养基中静置培养，37 ℃培养24 h，测各组菌液的OD600nm。
1.2.5 菌株功能特性分析
1.2.5.1 抗氧化能力
1）菌株1，1-二苯基-2-三硝基苯肼（1，1-diphenyl-2-picrylhydrazyl，DPPH）自由基清除率的测定参考Chen等[17]的方法。
2）菌株2，2-联氮-二（3-乙基-苯并噻唑-6-磺酸）二铵盐[2，2'-azinobis-（3-ethylbenzthiazoline-6-sulphonate），ABTS]阳离子自由基清除率的测定参考Li 等[18]的方法。
3）超氧阴离子自由基（·O2-）清除率的测定参考Cheng 等[19]的方法。
1.2.5.2 β-葡萄糖苷酶的活性测定
β-葡萄糖苷酶的活性参考刘德海等[20]方法进行测定。
1.2.6 菌株发酵特性分析
1.2.6.1 菌株生长曲线测定
将活化的第3 代菌液按照4%接种量接种于酶标板中的MRS 液体培养基中，于37 ℃静置培养48 h，每间隔2 h 检测1 次OD600nm[21]。
1.2.6.2 菌株产酸能力测定
参考高熳熳等[22]的方法，将活化的第3 代菌液按照4%接种量接种于盛放MRS 液体培养基的锥形瓶中，在恒温培养箱中37 ℃静置培养48 h，每间隔2 h从中取样，使用数字式pH 计测定发酵过程中的pH值。
1.2.7 菌株形态学观察
1.2.7.1 革兰氏染色及镜检用接种环挑取一环活化的第3 代菌液均匀涂在载玻片上，载玻片通过酒精灯火焰3 次以固定菌体。对菌体进行革兰氏染色后，在荧光显微镜下使用10×目镜和100×油镜下对菌体形态进行观察[23]。
1.2.7.2 扫描电镜观察
根据扫描电镜说明书操作。
1.2.8 菌株16S rDNA 分子鉴定
根据细菌总DNA 提取试剂盒说明书方法提取乳酸菌基因组DNA。
1.2.8.1 目的片段扩增
扩增所用引物为27F（5’-AGAGTTTGATC CTGGCTCAG-3’）和1492R（5’-GGTTACCTTGTTACGACTT-3’），聚合酶链式反应（polymerase chain reaction，PCR）扩增片段的长度约为1 500 bp，扩增条件：95 ℃预变性7 min，95 ℃变性30 s，58 ℃退火1 min，72 ℃延伸30 s，35 个循环后72 ℃延伸10 min。扩增体系：上游引物F、下游引物R 各1.0 μL、DNA 模板2.0 μL、PCR Mix 12.5 μL、ddH2O 8.5 μL，总体系为25.0 μL。用1.5%琼脂糖凝胶电泳对PCR 产物进行检测[24]。
1.2.8.2 16S rDNA 序列比对及系统发育树分析
将PCR 产物送至生物工程（上海）有限公司进行测序，将序列结果在NCBI 数据库（https：//blast.ncbi.nlm.nih.gov/Blast.cgi）中进行BLAST 比对，运用MEGA 11 软件进行系统发育树分析，构建系统发育树。
1.3 数据处理
采用Excel2019、Origin2021、MEGA 11和SPSS 23.0数据软件进行数据处理与分析。
2 结果与分析
2.1 乳酸菌的筛选
乳酸菌在代谢过程中会产生乳酸，乳酸可以溶解CaCO3，会使在含有CaCO3 的乳酸菌分离培养基上出现钙溶圈。可以根据培养基中是否出现钙溶圈初步筛选出乳酸菌。
从酸粥和酸菜2 种样品的分离菌落中挑取存在溶钙圈的菌落，通过反复平板划线纯化，排除革兰氏染色阴性和过氧化氢酶阳性菌株，最终从2 种样品中共分离筛选得到23 株乳酸菌菌株（编号：YGF-1～YGF-23）。试验结果如表1 所示。
表1 乳酸菌的菌落形态
Table 1 Colony morphology of lactic acid bacteria
注：+表示阳性；-表示阴性。
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由表1 可知，分离菌株在乳酸菌分离培养基上的菌落形状为圆形，大部分菌落中心凸起，直径普遍为1 nm～2 mm，个别菌落为2 nm～3 mm，边缘整齐，颜色为白色，大部分菌落不透明，均不产黏液。株菌的菌落特征与李建等[25]在泡菜以及自然发酵香肠中分离得到的14 株乳酸菌基本相同。
2.2 低糖乳酸菌的驯化
以燕麦为发酵底物时，糖的含量对发酵时间、发酵酸度以及产品风味的影响很大[26]。燕麦在进行发酵前，通常会采用酶解技术对淀粉进行水解，以获得10%左右的糖类物质，但其中能够给乳酸菌提供碳源的还原糖含量仅为10 g/L 左右，而在MRS 培养基中，葡萄糖的含量为20 g/L[27]，因此糖含量的降低可能会影响乳酸菌正常的生长繁殖，因此需要对所得乳酸菌进行低糖发酵筛选。
筛选从样品中获得的23 株乳酸菌菌株，在37 ℃连续传代培养，最终获得在低糖MRS 培养基中培养24 h，发酵液pH 值下降到4.0 以下且活菌数稳定高于106CFU/mL 的菌株14 株（YGF-1、YGF-2、YGF-3、YGF-5、YGF-6、YGF-8、YGF-10、YGF-13、YGF-14、YGF-16、YGF-18、YGF-19、YGF-20、YGF-23）。
2.3 低糖乳酸菌的耐受性
2.3.1 低糖乳酸菌耐酸性
人体餐后胃环境pH 值通常在3.0～3.5，且食物停留时间为2 h 左右[28]，活菌型燕麦植物基发酵产品中的乳酸菌进入人体要通过胃酸屏障才能够在人体的肠道中发挥益生作用。因此对上述14 株乳酸菌进行耐酸性试验，试验结果如表2 所示。
表2 低糖乳酸菌耐酸性
Table 2 Acid resistance of low-sugar lactic acid bacteria
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续表2 低糖乳酸菌耐酸性
Continue table 2 Acid resistance of low-sugar lactic acid bacteria
注：A～N 表示相同pH 值下不同菌株差异显著（P＜0.05）；a～f 表示相同菌株在不同pH 值下差异显著（P＜0.05）。
菌株 OD600 nm pH1.5 pH2.5 pH3.5 pH4.5 pH5.5 pH6.4 YGF-6 0.154±0.001Df 0.198±0.001Ie 0.532±0.002Id 1.328±0.002Cc 1.700±0.001Eb 1.965±0.002Ca YGF-8 0.161±0.002Cf 0.223±0.002Ge 0.595±0.001Gd 1.024±0.002Ic 1.598±0.002Gb 1.898±0.001Ea YGF-10 0.033±0.003Nf 0.041±0.001Me 0.052±0.001Md 0.622±0.001Mc 1.398±0.001Jb 1.508±0.002Ka YGF-13 0.201±0.009Af 0.481±0.002Be 1.192±0.002Bd 1.450±0.002Bc 1.866±0.001Bb 2.012±0.001Aa YGF-14 0.146±0.001Ff 0.252±0.002Fe 0.982±0.002Fd 1.235±0.002Ec 1.784±0.002Db 1.975±0.002Ba YGF-16 0.134±0.001If 0.400±0.001De 0.882±0.003Dd 1.122±0.002Hc 1.696±0.001Fb 1.942±0.002Da YGF-18 0.126±0.003Lf 0.311±0.002Ee 0.753±0.003Ed 0.931±0.001Kc 1.532±0.002Hb 1.874±0.002Fa YGF-19 0.138±0.002Hf 0.398±0.001De 0.885±0.002Dd 1.293±0.001Dc 1.792±0.002Cb 1.907±0.004Ea YGF-20 0.147±0.002Ef 0.466±0.002Ce 0.995±0.005Cd 1.197±0.002Fc 1.492±0.002Ib 1.733±0.014Ja YGF-23 0.184±0.004Bf 0.544±0.002Ae 1.001±0.002Ad 1.572±0.001Ac 1.885±0.002Ab 2.007±0.006Aa
由表2 可知，随着pH 值的降低，乳酸菌的生长均呈现减弱趋势。说明低pH 值下，乳酸菌的生长受到了一定程度的抑制，部分菌株甚至死亡。由于MRS 培养基的pH 值为6.4，因此将pH6.4 作为空白对照组进行试验。14 株乳酸菌在pH 值为6.4 时的平均OD600 nm 值为1.830。当pH 值为3.5 时，YGF-1 和YGF-10 菌株的OD600 nm 值小于0.1，说明乳酸菌生长受到了严重的抑制。姜蕾等[29]对乳酸乳球菌乳酸亚种axb74 和柠檬明串珠菌axb79 进行耐酸性试验，结果发现两株乳酸菌在pH3.5 的培养基中培养24 h 后OD600 nm 值仅为0.18。本试验中其他12 株乳酸菌在pH3.5 条件下虽然也受到了不同程度的抑制，但菌株的OD600 nm 值均大于0.3，说明本试验中其他12 株乳酸菌耐酸性能优良，可以作为燕麦发酵产品的备选乳酸菌。
2.3.2 低糖乳酸菌的胆盐耐受性
由于胆盐的高渗透压作用会对乳酸菌细胞造成一定影响，同时其还有毒性会作用于乳酸菌的细胞膜和DNA。而人体小肠中胆盐含量在0.03%～0.50%，通常为0.30%左右[30]，所以乳酸菌要想在人体小肠中定植发挥其益生作用，需要有一定的耐胆盐能力。针对2.3.1 筛选出的12 株乳酸菌进行胆盐耐受性测定，结果如表3 所示。
表3 低糖乳酸菌的胆盐耐受性
Table 3 Bile salt tolerance of low-sugar lactic acid bacteria
注：A～J 表示相同胆盐浓度下不同菌株差异显著（P＜0.05）；a～e 表示相同菌株不同胆盐浓度下差异显著（P＜0.05）。
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由表3 可知，通过测定乳酸菌菌株在牛胆盐含量为0%、0.05%、0.10%、0.30%、0.50%的MRS 培养基中培养16 h 后的OD600 nm 值，反映乳酸菌的耐胆盐能力。以胆盐浓度为0%为空白对照组，12 株乳酸菌的平均OD600 nm 值为1.937。在胆盐浓度为0.30%时，YGF-5、YGF-14 和YGF-20 的生长较胆盐浓度为0.10%时被显著抑制（P＜0.05），而当胆盐浓度达到0.50%时，YGF-2 的生长与其他胆盐浓度下菌株相比被显著抑制（P＜0.05），说明YGF-2、YGF-5、YGF-14 和YGF-20胆盐耐受力较差。因此将剩余的8 株乳酸菌用于后续试验。本试验筛选出的乳酸菌对胆盐的耐受能力与王辑等[31]从奶豆腐中筛选乳酸菌对胆盐的耐受能力的结果一致。
2.3.3 低糖乳酸菌耐渗透压特性
燕麦植物基发酵产品在加工过程中会加入3%～9%氯化钠、磷酸盐等无机盐以提高风味和产品稳定性，但是会使产品的渗透压提高，从而影响乳酸菌的正常生长，影响菌株功能特性的表达[32-33]，因此筛选具有耐高渗透压的乳酸菌作为发酵菌株具有重要意义。低糖乳酸菌的耐渗透压结果如表4 所示。
表4 低糖乳酸菌的耐渗透压特性
Table 4 Osmotic pressure tolerance properties of low-sugar lactic acid bacteria
注：A～H 表示相同盐浓度下不同菌株差异显著（P＜0.05）；a～e 表示相同菌株不同盐浓度下差异显著（P＜0.05）。
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由表4 可知，随着盐浓度的增加，菌株生长均受到了不同程度的抑制。在相同的盐浓度下，不同菌株对盐的耐受性也不一致。当盐浓度为0%时，8 株乳酸菌的平均OD600 nm 值为1.988。当盐浓度增加至3.0%时，菌株生长开始受到抑制，但OD600 nm 值均大于1.0。当盐浓度增加至6.0%时，部分菌株OD600 nm 值下降较快，菌株YGF-3 的OD600 nm 值降至0.449，表明其对NaCl 的耐受性较差。当盐浓度增加至7.5%时，菌株YGF-3、YGF-16和YGF-18 三株乳酸菌的OD600 nm 值降至0.4 以下，说明乳酸菌生长已经受到了明显的抑制。因此选择YGF-6、YGF-8、YGF-13、YGF-19、YGF-23 进行后续试验。
2.4 低糖乳酸菌功能特性分析
2.4.1 抗氧化特性
燕麦中的脂肪含量较高，达7%～9%，其中不饱和脂肪酸含量达到50%以上[34]，因此燕麦植物基发酵产品所使用的发酵剂应具有一定的抗氧化特性，从而可以减少在加工过程中抗氧化剂的使用。同时当机体代谢过程中产生的自由基含量过高时，生物大分子与其结合会造成机体损伤，引发多种疾病，因此具有抗氧化特性的益生菌株也能起到清除人体自由基的作用[35]。通常使用ABTS+自由基、DPPH 自由基和O2-自由基清除率对菌株的抗氧化能力进行评价，结果如图1 所示。
图1 菌株抗氧化能力
Fig.1 Antioxidant capacity of the strain
由图1 可知，5 株乳酸菌对ABTS+自由基清除能力最高的是YGF-8，清除率为65.36%，最差的是YGF-13，清除率为57.56%。YFG-8 和YFG-23 对ABTS+自由基的清除能力无显著差异（P＞0.05），YFG-13 和YGF-19 对ABTS+自由基清除能力无显著差异（P＞0.05）。对DPPH自由基和O2-自由基清除能力最高的是YGF-23，最差的是YGF-19，其他3 株乳酸菌均无显著差异（P＞0.05），这与焦时阳等[36]的结果一致。通过抗氧化能力的综合筛选，除YGF-19 外，YFG-6、YFG-8、YFG-13 和YFG-23对3 种自由基的清除能力均较强。表明这4 株乳酸菌均可以在燕麦发酵过程中起到抗氧化的作用，减少燕麦中的不饱和脂肪酸的氧化，从而减少抗氧化添加剂的使用，提高产品品质。
2.4.2 β-葡萄糖苷酶的活性测定
β-葡萄糖苷酶能够水解纤维素二糖和纤维素低聚糖生成葡萄糖，可以使谷物中的纤维成分产生一定程度的水解，同时β-葡萄糖苷酶水解萜烯类物质产生香气前体，使糖苷键结合态变为游离态，从而产生香气[37]。因此作为燕麦植物基发酵的乳酸菌，需要具有良好的产β-葡萄糖苷酶的能力，以水解燕麦中的纤维成分，使其更利于人体吸收，提高燕麦的营养价值并改善燕麦发酵产品风味。产β-葡萄糖苷酶活力测定结果如图2 所示。
图2 产β-葡萄糖苷酶活力
Fig.2 Enzyme activity of β-glucosidase
由图2 可知，产β-葡萄糖苷酶能力最好的菌株是YGF-13，活力为28.52 IU/mL，最差的为YGF-6，活力为14.58 IU/mL。因此选择YGF-8 和YGF-13 作为后续试验菌株。
2.5 低糖乳酸菌发酵特性分析
在发酵产品的制作过程中，生长快、产酸能力强的乳酸菌能够缩短发酵时间，减少发酵过程中的杂菌生长，提高产品的生产速度。低糖乳酸菌的生长曲线及产酸曲线如图3 所示。
图3 2 株乳酸菌生长曲线测定
Fig.3 Growth curves of two lactic acid bacteria
从图3 的菌株的生长曲线可以看出，2 株乳酸菌均在培养4 h 左右进入对数期，20 h 后生长量开始下降进入平稳期，26 h 后进入衰老期。在产酸方面，2 株菌在4 h～20 h 产酸速率最强，pH 值下降最快，培养基pH值从5.60 左右迅速下降到4.00 左右，2 株乳酸菌的产酸速率基本一致，在培养32 h 左右时，pH 值下降缓慢，最终在48 h 时pH 值降至3.80 左右。产酸速率与生长速率存在正相关关系，两者互相影响。因此，选择乳酸菌对数生长末期到稳定初期之间（18 h～22 h）为燕麦植物基发酵产品的发酵终点，可缩短燕麦植物基发酵产品的发酵时间以及在低糖环境下提高发酵酸度。
2.6 低糖乳酸菌的形态学观察
利用光学显微镜观察菌株YGF-8 和YGF-13 均为短杆状细菌单个或成对排列；不运动、无鞭毛、不产生芽孢。图4 为革兰氏染色结果。
图4 菌株光学显微镜下细胞形态
Fig.4 Cell morphology of strain under light microscopee
由图4 可知，菌株经革兰氏染色确定为革兰氏阳性菌（G+）。
图5 为扫描电镜放大5 000 倍的观察结果。
图5 菌株扫描电镜下细胞形态
Fig.5 Cell morphology of strain under scanning electron microscope
通过图5 可知，菌株YGF-8 和YGF-13 菌体呈短杆状，长5 μm～20 μm，宽1.5 μm～5.5 μm。
2.7 低糖乳酸菌16S rDNA 分子鉴定
对所筛选的低糖乳酸菌菌株YGF-8 和YGF-13进行DNA 提取，并对16S rDNA 序列进行PCR 扩增，将PCR 产物送至生物工程（上海）有限公司进行分子测序，通过NCBI 数据库进行BLAST 比对的测序结果如表5、表6 所示，根据亲缘关系构建的系统发育树如图6 所示。
图6 植物乳植杆菌YGF-8 和植物乳植杆菌YGF-13 系统发育树
Fig.6 Phylogenetic tree of Lactiplantibacillus plantarum YGF-8 and Lactiplantibacillus plantarum YGF-13
表5 菌株YGF-8 在NCBI 数据库中比对结果
Table 5 Comparison of strain YGF-8 in NCBI databasee
分离菌株 相似菌种 菌名 登录号 同源性/%YGF-8 Lactiplantibacillus plantarum 3335 MT613628.1 100.00 Lactiplantibacillus plantarum NBRC 15891 NR113338.1 99.95 Lactiplantibacillus plantarum CIP 103151 NR104573.1 99.93 Lactiplantibacillus paraplantarum DSM 10667 NR025447.1 99.79 Lactiplantibacillus paraplantarum HBUAS58082 ON209875.1 99.79
表6 菌株YGF-8 在NCBI 数据库中比对结果
Table 6 Comparison of strain YGF-13 in NCBI databasee
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由表5、表6、图6 可知，菌株YGF-8 和YGF-13与植物乳植杆菌的同源性最高，为100.00%。并将菌株命名为植物乳植杆菌（Lactiplantibacillus plantarun）YGF-8 和植物乳植杆菌（Lactiplantibacillus plantarun）YGF-13。
3 结论
本研究以酸粥和酸菜为分离源，共分离出23 株乳酸菌。通过低糖培养基的驯化，只有14 株乳酸菌可以在糖含量为10 g/L 的培养基中正常生长。通过耐受性试验，YGF-6、YGF-8、YGF-13、YGF-19、YGF-23 对pH2.5、胆盐浓度0.5%、NaCl 浓度7.5%均具有一定的耐受能力，可以保证菌株在相应条件下正常生长；对5株乳酸菌进行抗氧化能力测定，其中4 株乳酸菌（YGF-6、YGF-8、YGF-13 和YGF-23）的抗氧化能力较强，ABTS+自由基清除率分别为57.89%、65.36%、57.56%、64.76%；DPPH 自由基清除率分别为92.30%、92.49%、92.34%、97.03%；O2-自由基清除率分别为94.11%、92.45%、91.97%、97.32%。通过对4 株乳酸菌进行产β-葡萄糖苷酶能力测定，筛选得出YGF-8 和YGF-13 具有较强的产β-葡萄糖苷酶能力，分别为26.23、26.52 IU/mL。2 株乳酸菌经16S rDNA 鉴定均为植物乳植杆菌（Lactiplantibacillus plantarun）。综上，2 株植物乳植杆菌YGF-8 和YGF-13 可作为燕麦植物基发酵产品的发酵菌株。
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