色素可分为人工合成色素和天然色素。人工合成色素因其价格低廉、着色稳定而被广泛应用[1-2]。然而，近年来人们从合成色素毒理学方面的相关研究中发现，合成色素多以苯、甲苯、萘等有机试剂为原料，通过化学反应生成，对人体具有毒性。随着研究的深入，许多国家已开始禁止人工合成色素的使用[3]，并寻求天然色素作为代替品。相较于人工合成色素，天然红色素主要来源于微生物[4]、动物和植物[5-7]，该类色素不仅具有着色的作用，而且具有抗氧化、抗癌和预防神经元、心血管以及脂质代谢相关疾病的作用[8-14]。随着人们生活水平的提高，天然、非人工合成的产品，将越来越受消费者青睐，因此天然红色素作为一种安全无毒，且具有多种生物活性的天然着色剂，未来市场前景广阔，发展潜力巨大。
芥菜疙瘩（Brassica napiformis），别名辣疙瘩、大头菜等，为十字花科芸薹属常见蔬菜。该蔬菜易栽培、产量高，在我国大部分地区都有种植，主要被加工成腌制小菜等附加值较低的产品。除此之外，因其单一的产品和低端的加工方式，每年都有大量芥菜疙瘩因得不到及时加工而被遗弃，不仅污染环境而且造成资源的极大浪费。因此，急需对芥菜疙瘩进行高值化的开发和利用。目前关于芥菜疙瘩的研究，主要集中在该植物的育种、栽培以及腌制加工等方面[15-16]，未见有通过芥菜疙瘩制备红色素的相关报道。为了实现芥菜疙瘩的高值化加工，本论文以芥菜疙瘩为原料经过一定加工处理，提取、精制，得到芥菜疙瘩红色素，并对芥菜疙瘩红色素的稳定性和抗氧化活性进行研究，以期为芥菜疙瘩产业发展提供一个新的方向，同时也为芥菜疙瘩红色素的应用提供参考。
1 材料与方法
1.1 材料与试剂
芥菜疙瘩块根：安徽碗北老家农业开发有限公司提供，洗净，晾干，称重，保鲜膜包裹后，避光保存在-25℃冰箱中；人表皮角质形成细胞（HaCaT）：北纳创联生物技术有限公司；AB-8大孔吸附树脂：上海源叶生物有限公司；乙醇（分析纯）：北京国药集团化学试剂有限公司；磷酸盐缓冲液（phosphate buffered saline，PBS）、噻唑蓝 [3-（4，5-dimethyl-2-thiazolyl）-2，5-diphenyl-2-H-tetrazolium bromide，MTT]：北京索莱宝科技有限公司；达尔伯克（氏）改良伊格尔（氏）培养基（Dulbecco's modified eagle medium，DMEM）糖培养基：上海赛默飞生物技术有限公司；胎牛血清：美国bioscience公司；超氧化物歧化酶（superoxide dismutase，SOD）、还原型谷胱甘肽（glutathione，GSH）、丙二醛（malondialdehyde，MDA）测定试剂盒：南京建成生物工程研究所；聚氰基丙烯酸正丁酯（bicinchoninic acid，BCA）蛋白浓度检测试剂盒：上海碧云天生物技术有限公司。
1.2 仪器与设备
旋转蒸发仪（Hei-VAP ML）：德国Heidolph公司；紫外照射灯管（PL-S 9W/01/2P UVB）：波兰PHILIPS公司；恒温CO2培养箱（MCO-17AJC）：日本SANYO公司；紫外分光光度计（TU-1901）：北京谱析通用仪器有限责任公司；榨汁机（JYZ-D51）：九阳股份有限公司。
1.3 方法
1.3.1 芥菜疙瘩红色素的制备
1.3.1.1 芥菜疙瘩红色素的提取
芥菜疙瘩块根用榨汁机充分榨汁（15 000 r/min）得芥菜疙瘩原汁和渣（渣和汁分离）；取和芥菜疙瘩原汁相同体积的水对渣进行水洗得芥菜疙瘩水洗汁；将原汁和水洗汁混合，离心（室温25℃，10 000 r/min，5 min），收集上清液备用。
取上清液分别置于 20、40、60、80、100 ℃条件下加热3 h后，离心，收集上清，得芥菜疙瘩红色素提取液。取芥菜疙瘩红色素提取液3 mL于比色皿中，以蒸馏水作为参比，在400 nm～800 nm波长下进行光谱扫描，记录该色素在最大吸收波长556 nm处的吸光值，探究加热温度对色素提取的影响。
取上清液置于80℃条件下分别加热0.5、1.0、1.5、2.0、2.5、3.0、3.5、4.0 h 后离心，收集上清，在 556 nm 波长下检测其吸光度，探究加热时间对色素提取的影响。
按上述最佳提取条件获得的芥菜疙瘩红色素提取液，通过浓缩、冷冻干燥得芥菜疙瘩红色素提取物固体。取芥菜疙瘩红色素提取物400 mg溶于20 mL蒸馏水中，配成质量浓度为20 mg/mL的芥菜疙瘩红色素提取液备用。
取上述红色素提取液，分别加入不同体积的无水乙醇，配成乙醇浓度为 0%、20%、40%、60%、80%（体积分数）红色素质量浓度为4 mg/mL的乙醇红色素溶液。将配好的溶液置于4℃环境中12 h后，离心，取上清，得不同浓度乙醇的芥菜疙瘩红色素溶液备用。
取3 mL不同浓度乙醇的红色素溶液于比色皿中，以蒸馏水作为参比，在556 nm波长下测定其吸光度；采用苯酚-硫酸法[17]和考马斯亮蓝法[18]检测不同浓度乙醇的红色素溶液中糖和蛋白质吸光度的变化。乙醇提取后的芥菜疙瘩红色素溶液经浓缩、冷冻干燥得芥菜疙瘩红色素粗提物。
1.3.1.2 AB-8大孔吸附树脂对芥菜疙瘩红色素的吸附纯化
取30 mg/mL的芥菜疙瘩红色素粗提液200 mL与50 g预先处理[19]的AB-8大孔吸附树脂充分吸附后，加入层析柱中（柱体积2.6 cm×60 cm）。以10 mL/min的流速用蒸馏水进行洗脱，当洗脱液中不再含有糖和蛋白质等杂质后，换入浓度为5%的乙醇，以10 mL/min流速，洗脱层析柱。乙醇洗脱液经减压浓缩，冷冻干燥得芥菜疙瘩红色素，根据公式（1）计算芥菜疙瘩红色素得率（W）。
式中：m为芥菜疙瘩红色素质量，mg；m0为芥菜疙瘩红色素粗提物质量，mg。
1.3.2 芥菜疙瘩红色素稳定性研究
1.3.2.1 色素保存率的计算
以色素保存率来表示芥菜疙瘩红色素的稳定性，根据式（2）计算色素保存率[20]。
式中：A0为初始色素溶液或空白对照色素溶液在最大吸收峰处吸光度；At为色素溶液在最大吸收峰处t时间的吸光度。
1.3.2.2 pH值对芥菜疙瘩红色素稳定性的影响
取2mg/mL的芥菜疙瘩红色素溶液9mL，测得此时溶液pH值为4.31。用1mol/L的盐酸和1mol/L的氢氧化钠溶液调节红色素溶液 pH 值分别至 1、2、3、4、5、6、7、8、9、10、11、12、13、14，加蒸馏水定容至 10 mL[21]，用蒸馏水代替酸碱溶液加入色素溶液中，作为空白对照。涡旋振荡，充分混匀后，测定不同pH值下红色素溶液的最大吸收波长。将溶液置于25℃、光照强度为300lx环境中，定时取样测定吸光度，根据式（2）计算色素保存率。
1.3.2.3 光照对芥菜疙瘩红色素稳定性的影响
取2 mg/mL的芥菜疙瘩红色素溶液和一定量的芥菜疙瘩红色素固体于透明玻璃试管中，分别置于4℃避光、25℃避光、50℃避光、4℃光照、25℃光照、50℃光照（光照强度为300 lx环境中，及时记录溶液初始吸光度，定时取样测定不同时间点该色素的吸光度，其中固体红色素溶于蒸馏水中配成2 mg/mL的红色素溶液用于检测吸光度，根据式（2）计算色素保存率。
1.3.2.4 食品添加剂对芥菜疙瘩红色素稳定性的影响
取2 mg/mL的芥菜疙瘩红色素溶液于试管中，加入食品添加剂（葡萄糖、蔗糖、果糖、半乳糖、维生素C、氯化镁、氯化钙、氯化钾、柠檬酸、焦亚硫酸钠），使其质量分数为0.2%。将溶液涡旋振荡混匀，及时记录溶液初始吸光度后，置于25℃、光照强度为300 lx的环境中，定时取样测定吸光度，根据式（2）计算色素保存率。
1.3.3 芥菜疙瘩红色素的抗氧化活性
1.3.3.1 DPPH自由基清除能力的测定
取1 mL芥菜疙瘩红色素溶液（浓度为0.2、0.4、0.6、0.8、1.0、1.2、1.4 mg/mL），加入 1 mL 0.017 8 mmol/L的DPPH-乙醇溶液迅速涡旋混匀后，置于室温环境下避光反应30 min后取出，作为试验组；以蒸馏水代替DPPH-乙醇溶液作为空白组；以蒸馏水代替芥菜疙瘩红色素溶液作为对照组，分别测定517 nm波长下的吸光度，记为 A、A0、A1[22]，根据式（3）计算自由基清除率。
1.3.3.2 ABTS+自由基清除能力的测定
参考文献[23]的方法配制ABTS储备溶液，备用。取浓度为 0.2、0.4、0.6、0.8、1.0、1.2、1.4 mg/mL 的芥菜疙瘩红色素溶液200 μL，加入6 mL ABTS储备液迅速涡旋混匀后，室温25℃环境下避光反应30 min后取出，作为试验组；以蒸馏水代替ABTS储备液作为空白组；以蒸馏水代替芥菜疙瘩红色素溶液作为对照组，分别测定734 nm波长下的吸光度，记为A、A0、A1，根据式（3）计算自由基清除率。
1.3.3.3 羟自由基清除能力的测定
取 2 mL 浓度为 0.2、0.4、0.6、0.8、1.0、1.2、1.4 mg/mL的芥菜疙瘩红色素溶液，加入1.4 mL 6 mmol/L的H2O2溶液，2 mL 1.5 mmol/L FeSO4溶液，0.6 mL 20 mmol/L 水杨酸-乙醇溶液涡旋混匀，置于37℃恒温水浴1 h，作为试验组；以蒸馏水代替H2O2、FeSO4、水杨酸-乙醇溶液作为空白组；以蒸馏水代替芥菜疙瘩红色素溶液作为对照组，分别测定510 nm波长下的吸光度，记为A、A0、A1[24]，根据式（3）计算自由基清除率。
1.3.4 芥菜疙瘩红色素对UVB光损伤HaCaT细胞的修复作用
1.3.4.1 细胞分组
HaCaT细胞悬液浓度为1.0×104个/mL，其中空白对照组：DMEM培养基；正常组：细胞在DMEM培养液中培养48 h；模型组：细胞在DMEM培养液中培养24 h后，给予40 mJ/cm2剂量UVB辐照，再培养24 h；试验组-1：细胞在含有不同芥菜疙瘩红色素的DMEM培养液中培养48 h；试验组-2：细胞在含有芥菜疙瘩红色素的DMEM培养液中培养24 h后，给予40 mJ/cm2剂量UVB辐照，再在含有芥菜疙瘩红色素的DMEM培养液中培养24 h。
1.3.4.2 芥菜疙瘩红色素对HaCaT细胞存活率的影响
HaCaT细胞用含10%胎牛血清的DMEM高糖培养基，于37℃、5% CO2湿润培养箱中进行培养[25]。待细胞增殖至对数生长期时进行消化，以1.0×104个/mL，每孔100 μL接种于96孔板，用不同质量浓度的芥菜疙瘩红色素处理细胞48 h后，采用MTT法并根据式（4）计算细胞相对存活率。
式中：A、A0、A1分别为试验组-1、空白组、正常组在570 nm波长处的吸光度。
1.3.4.3 UVB照射损伤模型的建立
将 HaCaT 细胞，以 1.0×104个/mL、每孔 100 μL 接种于96孔板。待细胞培养24 h后，将试验组原培养基换成10 μL PBS[26]，用不同剂量的UVB照射细胞。照射完成后在培养液中继续培养24 h。采用MTT法并根据式（4）计算细胞相对存活率。
1.3.4.4 指标测定
收集各组细胞，重悬至1.0×106个/mL，根据试剂盒说明书测定SOD活性、MDA和GSH含量；根据MTT法和式（4）计算损伤细胞的相对存活率。
1.4 数据处理
每组试验重复3次，结果以平均值±标准差的形式表示；采用SPSS 19.0软件对数据进行方差分析，应用One-way ANOVA方法分析各组试验数据间的显著性差异关系；Origin 9.0软件进行绘图。
2 结果与分析
2.1 芥菜疙瘩红色素的制备
2.1.1 芥菜疙瘩红色素的提取
芥菜疙瘩汁液通过加热、乙醇提取获得芥菜疙瘩红色素粗提液，不同因素对芥菜疙瘩红色素制备的影响见图1。
图1 芥菜疙瘩红色素的制备
Fig.1 Preparation of Brassica napiformis red pigment
如图1A所示，当加热温度为80℃时，溶液吸光度最高，因此选择80℃作为制备芥菜疙瘩红色素的最佳温度。在最佳制备温度条件下，探究不同加热时间对芥菜疙瘩红色素制备的影响，如图1B所示，当加热时间为3 h时，溶液吸光度最高，因此选择3 h作为制备红色素的最佳加热时间。高浓度的乙醇通过使一些糖和蛋白质等大分子物质发生沉淀，达到对溶液中红色素的提取。通过评价乙醇浓度对红色素提取液中红色素、糖和蛋白质吸光度的影响，最终确定乙醇提取的最佳浓度。随着乙醇浓度的升高，糖和蛋白质的含量明显降低，但红色素的吸光度没有明显变化，因此选择80%的乙醇作为红色素提取的最佳乙醇浓度。
2.1.2 芥菜疙瘩红色素的纯化
芥菜疙瘩红色素粗提物中依然含有部分糖和蛋白质等极性较大的杂质，这些杂质同红色素一起被AB-8大孔吸附树脂所吸附。首先用蒸馏水对其中的糖和蛋白质进行洗脱，直至完全除去，再用5%乙醇溶液对芥菜疙瘩红色素进行解吸附，从而达到纯化的效果。以蒸馏水洗脱液体积为横坐标，糖和蛋白质分别在苯酚-硫酸和考马斯亮蓝溶液体系中的吸光度为纵坐标，绘制糖和蛋白质的洗脱曲线，结果见图2。
图2 AB-8大孔吸附树脂对芥菜疙瘩红色素的纯化
Fig.2 Purification of Brassica napiformis red pigment by AB-8 macroporous adsorption resin
如图2A、2B所示，最终需要约500 mL的蒸馏水可以将树脂中的糖和蛋白质洗脱除去；以5%乙醇洗脱液体积为横坐标，色素吸光度为纵坐标绘制红色素的洗脱曲线，如图2C所示，随着解吸溶液体积的增加，色素被逐渐洗脱，收集色素洗脱液，经浓缩、冷冻干燥得芥菜疙瘩红色素，根据公式（1）计算其得率为（3.26±0.014）%。
2.2 芥菜疙瘩红色素的稳定性
2.2.1 pH值对芥菜疙瘩红色素稳定性的影响
通过调节芥菜疙瘩红色素溶液pH值，探究pH值对芥菜疙瘩红色素最大吸收波长下的吸光度和保存率的影响，结果见图3。
图3 pH值对芥菜疙瘩红色素稳定性的影响
Fig.3 Effect of pH on the stability of the red pigment from Brassica napiformis
不同小写字母表示组间差异显著（P＜0.05）。
由图3可知，随着pH值的升高，芥菜疙瘩红色素在最大吸收波长556 nm处的吸光度逐渐降低，说明pH值会影响红色素在最大吸收波长下的吸光度；芥菜疙瘩红色素在pH＜5的酸性条件下较为稳定，当pH＞5时红色素吸光度会随着pH值的增加而降低；在相同pH值条件下，芥菜疙瘩红色素的吸光度在8 h内不随时间的变化而变化。
2.2.2 光照对芥菜疙瘩红色素稳定性的影响
将芥菜疙瘩红色素溶液和芥菜疙瘩红色素固体，分别放置在不同光照条件下，探究光照对色素稳定性的影响，结果见表1、表2。
表1 光照对芥菜疙瘩红色素溶液稳定性的影响
Table 1 Effect of illumination on the stability of the red pigment solution from Brassica napiformis
注：同列不同小写字母表示组间差异显著（P＜0.05）。
时间/d色素保存率/%4℃避光 25℃避光 50℃避光 4℃光照 25℃光照 50℃光照1 99.63±0.11a 98.95±0.49a 98.26±0.39a 98.70±0.39a 97.09±0.67a 97.09±0.74a 2 98.82±0.47b 98.02±0.49ab 96.16±0.56b 97.64±0.85a 95.41±0.56b 95.91±0.47b 3 98.51±0.39bc 97.09±0.56b 94.23±0.75c 96.34±0.74b 94.17±0.47c 94.17±0.65c 4 98.08±0.39c 96.03±0.65c 91.51±0.81d 94.67±0.56c 92.44±0.56d 90.64±0.39d 5 97.33±0.57d 94.79±0.75d 88.72±0.56e 92.99±0.81d 90.51±0.77e 88.65±0.77e 6 96.71±0.37d 93.80±0.77d 86.67±0.85f 91.88±0.74e 89.09±0.37f 85.80±0.60f 7 95.78±0.32e 92.62±0.74e 83.94±0.21g 90.70±0.39f 87.04±0.37g 83.63±0.54g
表2 光照对芥菜疙瘩红色素固体稳定性的影响
Table 2 Effect of illumination on the stability of the red pigment solid from Brassica napiformis
时间/d 色素保存率/%4℃避光 25℃避光 50℃避光 4℃光照 25℃光照 50℃光照1 99.76±0.62 99.57±0.56 99.94±0.56 99.51±0.94 99.82±1.11 99.88±0.74 2 99.70±0.64 99.63±0.66 100.37±0.56 99.76±0.69 99.76±1.22 100.00±0.55 3 99.63±0.48 99.76±0.59 99.94±0.76 99.63±0.80 100.24±0.28 99.45±1.10 4 99.51±0.46 99.63±0.55 100.06±0.56 100.06±0.56 99.63±0.84 100.00±1.11 5 99.45±0.55 99.45±0.55 99.57±0.86 100.06±0.84 100.06±0.56 99.70±1.32 6 99.45±0.80 99.63±0.66 99.88±0.74 99.45±0.97 100.18±0.48 99.39±1.04 7 99.39±0.74 99.33±0.76 99.94±0.90 99.33±1.07 99.88±0.74 99.27±1.14
如表1所示，芥菜疙瘩红色素溶液在50℃、300 lx光照条件下，随着放置时间的延长，色素保存率逐渐下降；低温4℃避光条件下，随着放置时间的延长，色素保存率也变小，但色素的流失没有高温光照严重。由表2可以看出，芥菜疙瘩红色素固体较为稳定，无论是在高温光照环境下，还是在低温避光环境中，在7 d内其色素保存率不发生明显变化，因此，芥菜疙瘩红色素可以固体形式长期贮存。
2.2.3 食品添加剂对芥菜疙瘩红色素稳定性的影响
天然红色素广泛应用于食品加工，因此探究食品添加剂对芥菜疙瘩红色素的稳定性具有现实意义。食品添加剂对芥菜疙瘩红色素稳定性的影响见表3。
表3 食品添加剂对芥菜疙瘩红色素稳定性的影响
Table 3 Effect of food additives on the stability of the red pigment from Brassica napiformis
注：同列不同小写字母表示组间差异显著（P＜0.05）。
时间/h 色素保存率/%葡萄糖 蔗糖 果糖 半乳糖 维生素C 氯化镁 氯化钙 氯化钾 柠檬酸 焦亚硫酸钠2 99.94±0.11 99.94±0.51 99.94±0.58 99.94±0.29 99.87±0.40 100.25±0.88b100.19±0.48d100.32±0.40b100.13±0.22c63.78±0.48a 4 99.94±0.29 99.94±0.19 99.81±0.19 99.94±0.22 99.55±0.11 101.78±0.29a100.70±0.38c102.43±0.21a101.79±0.40b4.72±0.48b 8 99.11±1.15 99.17±0.76 98.92±1.15 98.92±1.30 98.85±1.25 102.29±0.40a101.14±0.29cb102.56±0.40a101.98±0.11ab4.02±0.19c 12 98.72±0.77 99.17±0.76 99.04±0.76 98.98±0.90 99.17±0.40 101.97±0.11a101.84±0.19a102.50±0.19a102.30±0.19a3.57±0.11c
由表3可知，芥菜疙瘩红色素在糖类添加剂和抗氧化剂中保持稳定；在一些含有金属离子的食品添加剂中色素保存率显著升高，分析原因是由于一些金属离子会和红色素产生共轭反应，从而提高红色素的保存率[23]；焦亚磷酸钠作为一种防腐剂可以显著降低红色素的保存率，且随着时间的延长其保存率持续降低。因此，芥菜疙瘩红色素在使用过程中应尽量避免同焦亚磷酸钠接触。
2.3 芥菜疙瘩红色素抗氧化活性研究
以VC作为阳性对照，探究芥菜疙瘩红色素对DPPH自由基、ABTS+自由基、羟自由基的清除能力，结果见图4。
图4 芥菜疙瘩红色素对自由基的清除能力
Fig.4 Scavenging activity of the red pigment from Brassica napiformis against free radicals
A.DPPH自由基；B.ABTS+自由基；C.羟自由基。
如图4所示，芥菜疙瘩红色素对DPPH、ABTS+、羟自由基均具有较强的清除能力，且在一定浓度范围内随着样品浓度的升高其清除能力也逐渐提高。当芥菜疙瘩红色素的质量浓度为1.4 mg/mL时，其对DPPH、ABTS+、羟自由基清除能力最强，分别为（94.62±0.47）%、（71.74±1.66）%和（74.81±2.93）%。
2.4 芥菜疙瘩红色素对UVB光损伤HaCaT细胞的修复作用
2.4.1 芥菜疙瘩红色素对HaCaT细胞增殖的影响
将HaCaT细胞置于含有不同浓度芥菜疙瘩红色素的培养液中培养，探究该色素对细胞相对存活率的影响，结果见图5。
图5 芥菜疙瘩红色素对HaCaT细胞相对存活率的影响
Fig.5 Effect of Brassica napiformis red pigment on relative survival rate of HaCaT cells
如图5所示，HaCaT细胞在含有不同浓度芥菜疙瘩红色素的培养液中培养48 h，相对于正常组，细胞的相对存活率并无显著性变化。因此，当培养液中色素浓度在20 mg/L～200 mg/L时，对HaCaT细胞的增殖没有显著性影响。
2.4.2 UVB照射对HaCaT细胞存活率的影响
将HaCaT细胞分别给予不同剂量的UVB辐照，探究UVB辐照对细胞相对存活率的影响，结果见图6。
图6 UVB辐照对HaCaT细胞相对存活率的影响
Fig.6 Effect of UVB irradiation on relative survival rate of HaCaT cells
不同小写字母表示组间差异显著（P＜0.05）。
由图6可知，随着辐照剂量的增加，细胞的存活率逐渐下降，表明一定剂量的UVB照射会影响细胞的存活率。在辐照剂量为40 mJ/cm2时，细胞的存活率为（56.57±2.07）%，当辐照剂量超过 40 mJ/cm2时，细胞的存活率下降至50%以下。因此选择40 mJ/cm2作为HaCaT细胞的最佳UVB辐照强度，能够对细胞造成一定程度的伤害，又不会对细胞的生长有太大的影响。
2.4.3 芥菜疙瘩红色素对UVB光损伤的HaCaT细胞中SOD活性、MDA、GSH含量以及细胞增殖的影响
如1.3.4.4方法，对细胞进行分组培养，通过检测细胞中SOD活性，MDA、GSH含量以及细胞相对存活率，探究芥菜疙瘩红色素对UVB损伤细胞的保护作用，结果见图7。
图7 芥菜疙瘩红色素对UVB损伤细胞的保护作用
Fig.7 Protective effect of Brassica napiformis red pigment on UVB-damaged cells
不同小写字母表示组间差异显著（P＜0.05）。
由图7可知，相较于正常组，模型组HaCaT细胞中的SOD活性和GSH含量以及细胞相对存活率显著降低，MDA含量显著升高；经芥菜疙瘩红色素培养48 h后，与模型组相比，实验组HaCaT细胞中的SOD活性和GSH含量及其细胞相对存活率显著升高，MDA水平显著降低，且均呈剂量依赖性变化；由此可知，芥菜疙瘩红色素可以通过提高损伤细胞中SOD活性和GSH含量，以及降低MDA含量的方式来发挥抗氧化和保护细胞的作用。
3 结论
以芥菜疙瘩根块为原料提取红色素，并对其制备工艺及其稳定性与抗氧化活性进行研究。通过单因素分析法得芥菜疙瘩红色素粗提物制备的最适温度为80℃、最佳加热时间为3 h、乙醇提取的最适浓度为80%（体积分数）；芥菜疙瘩红色素粗提物经AB-8大孔吸附树脂纯化后得芥菜疙瘩红色素。稳定性研究结果表明，芥菜疙瘩红色素在酸性条件下较为稳定，在碱性条件下其保存率显著降低；相较于低温避光环境中，芥菜疙瘩红色素溶液在高温光照条件下稳定性较差，固体红色素无论是在高温光照还是低温避光条件下都呈现非常稳定的状态，因此在贮藏和运输过程中应尽量以固体形式保存；糖类化合物和抗氧化剂对芥菜疙瘩红色素稳定性的影响较小，一些金属离子和柠檬酸可以提高色素保存率，而焦亚磷酸钠对色素稳定性的影响较为明显，因此，芥菜疙瘩红色素应尽量避免同焦亚磷酸钠一起使用。抗氧化活性结果表明，芥菜疙瘩红色素对DPPH、ABTS+和羟自由基均有一定的清除能力；与此同时，芥菜疙瘩红色素可以显著提高损伤细胞中SOD活性、GSH含量和细胞相对存活率，同时显著降低MDA含量来发挥抗氧化保护作用。
[1]YANG J H,ZHANG C T,ZHAO N,et al.Chinese root-type mustard provides phylogenomic insights into the evolution of the multi-use diversified allopolyploid Brassica juncea[J].Molecular Plant,2018,11(3):512-514.
[2]郭美娟,刘晓光,史国华,等.食品中人工食用色素安全性[J].食品工业,2020,41(3):332-336.GUO Meijuan,LIU Xiaoguang,SHI Guohua,et al.The safety of artificial colors for food[J].The Food Industry,2020,41(3):332-336.
[3]汪文秀.人工合成色素对人体的危害及天然色素的应用前景[J].食品安全导刊,2019(25):72-73.WANG Wenxiu.Harm of artificial pigments to human body and application prospect of natural pigments[J].China Food Safety Magazine,2019(25):72-73.
[4]黎青华,堵国成,李江华,等.红曲色素高产菌的诱变选育与发酵优化[J].食品与生物技术学报,2020,39(11):18-24.LI Qinghua,DU Guocheng,LI Jianghua,et al.Mutation breedingand fermentation optimization of the strain with high-yield of Monascus red pigment[J].Journal of Food Science and Biotechnology,2020,39(11):18-24.
[5]PATRAS A.Stability and colour evaluation of red cabbage waste hydroethanolic extract in presence of different food additives or ingredients[J].Food Chemistry,2019,275:539-548.
[6]朱倩,韩文冰,王瑜,等.南极红色素与胭脂虫红色素的部分性质比较研究[J].中国食品添加剂,2021,32(1):26-30.ZHU Qian,HAN Wenbing,WANG Yu,et al.Comparison of Antarctic pigment and cochineal pigment[J].China Food Additives,2021,32(1):26-30.
[7]张荷兰,陆鸿奎.桑椹红色素的开发与应用现状分析[J].农产品加工,2020(19):96-98,101.ZHANG Helan,LU Hongkui.Development and application of mulberry red pigment[J].Farm Products Processing,2020(19):96-98,101.
[8]胡玉莉,骆骄阳,胡淑荣,等.天然植物色素在大健康产业中的应用进展[J].中国中药杂志,2017,42(13):2433-2438.HU Yuli,LUO Jiaoyang,HU Shurong,et al.Application of natural plant pigments in enlarged health industry[J].China Journal of Chinese Materia Medica,2017,42(13):2433-2438.
[9]ZHI Q,LEI L,LI F H,et al.The anthocyanin extracts from purplefleshed sweet potato exhibited anti-photoaging effects on ultraviolent B-irradiated BALB/c-nu mouse skin[J].Journal of Functional Foods,2020,64:103640.
[10]YUE E,TUGUZBAEVA G,CHEN X,et al.Anthocyanin is involved in the activation of pyroptosis in oral squamous cell carcinoma[J].Phytomedicine,2019,56:286-294.
[11]LONG H L,ZHANG F F,WANG H L,et al.Mulberry anthocyanins improves thyroid cancer progression mainly by inducing apoptosis and autophagy cell death[J].The Kaohsiung Journal of Medical Sciences,2018,34(5):255-262.
[12]JIANG W,ZHOU X H.Hydrolysis of radish anthocyanins to enhance the antioxidant and antiproliferative capacities[J].Food Chemistry,2019,294:477-485.
[13]CAO H,WANG Y T,XIAO J B.Dietary polyphenols and type 2 diabetes:Human study and clinical trial[J].Free Radical Biology and Medicine,2017,112:158.
[14]FABRONI S,BALLISTRERI G,AMENTA M,et al.Screening of the anthocyanin profile and in vitro pancreatic lipase inhibition by anthocyanin-containing extracts of fruits,vegetables,legumes and cereals[J].Journal of the Science of Food and Agriculture,2016,96(14):4713-4723.
[15]周玉丽,顾安乐,李媛,等.根用芥菜子叶和下胚轴离体再生体系的建立[J].安徽科技学院学报,2020,34(5):23-29.ZHOU Yuli,GU Anle,LI Yuan,et al.Establishment of in vitro regeneration system of Cotyledon and hypocotyl of Brassica juncea[J].Journal of Anhui Science and Technology University,2020,34(5):23-29.
[16]侯爱香,王一淇,黄晴,等.自然发酵与人工接种发酵湖南芥菜的挥发性风味组分和品质分析[J].食品科学,2018,39(6):237-245.HOU Aixiang,WANG Yiqi,HUANG Qing,et al.Comparison of volatile flavor compounds and qualities between naturally fermented and inoculated Chinese leaf mustard(Brassica juncea coss.)grown in Hunan Province,China[J].Food Science,2018,39(6):237-245.
[17]魏晨业,包晓玮,王娟,等.沙棘多糖分离纯化及抗氧化活性[J].食品科学,2021,42(4):227-232.WEI Chenye,BAO Xiaowei,WANG Juan,et al.Isolation,purification and antioxidant activity of polysaccharides from the fruit of Hippophae rhamnoides[J].Food Science,2021,42(4):227-232.
[18]张永芳,原媛.微波萃取-考马斯亮蓝法提取大豆蛋白的工艺研究[J].食品工业,2018,39(9):44-48.ZHANG Yongfang,YUAN Yuan.Study on the extraction process of soybean protein extraction microwave assisted kaumas Bradford method[J].The Food Industry,2018,39(9):44-48.
[19]许先猛,董文宾,王芳,等.大孔吸附树脂法吸附桑葚色素及其稳定性研究[J].食品研究与开发,2020,41(13):126-132.XU Xianmeng,DONG Wenbin,WANG Fang,et al.Study on Macroporus separation and the stability of mulberry pigment[J].Food Research and Development,2020,41(13):126-132.
[20]许彦腾,张建新,何秋芬,等.丰年虫卵壳色素的制备及稳定性与体外抗氧化活性研究[J].食品科学,2016,37(5):94-101.XU Yanteng,ZHANG Jianxin,HE Qiufen,et al.Preparation,stability and in vitro antioxidant activity of pigment from Chirocephalus diaphanous eggshell[J].Food Science,2016,37(5):94-101.
[21]海妮·巴音达,阿不都拉·阿巴斯.响应面试验优化紫薯皮色素提取工艺及其稳定性分析[J].食品科学,2016,37(14):56-61.Haini·BAYINDA,Abdulla·ABBAS.Extraction and stability of purple sweet potato peel pigment[J].Food Science,2016,37(14):56-61.
[22]PINTEUS S,SILVA J,ALVES C,et al.Cytoprotective effect of seaweeds with high antioxidant activity from the Peniche coast(Portugal)[J].Food Chemistry,2017,218:591-599.
[23]ARNAO M B,CANO A,ACOSTA M.The hydrophilic and lipophilic contribution to total antioxidant activity[J].Food Chemistry,2001,73(2):239-244.
[24]SHI M J,WEI X Y,XU J,et al.Carboxymethylated degraded polysaccharides from enteromorpha prolifera:Preparation and in vitro antioxidant activity[J].Food Chemistry,2017,215:76-83.
[25]MINAMISAWA N,MIAO M S,KANG L,et al.Protective effects of Jin bai Mei yan prescription on oxidative damage and photoaging induced by ultraviolet B in HaCaT cells[J].Digital Chinese Medicine,2020,3(2):57-66.
[26]陈慧,YOSHINORI Katakura,扈洪波,等.SIRT3多酚激活剂的筛选及其对UVB诱导HaCaT细胞衰老的修复作用[J].食品科学,2021,42(5):115-121.CHEN Hui,KATAKURA Y,HU Hongbo,et al.Anti-aging effects of SIRT3-inducing polyphenols on UVB-irradiated HaCaT cells[J].Food Science,2021,42(5):115-121.
[27]涂行浩,张秀梅,刘玉革,等.澳洲坚果壳色素的理化性质及稳定性研究[J].食品科学,2015,36(15):35-39.TU Xinghao,ZHANG Xiumei,LIU Yuge,et al.Properties and stability of pigment from Macadamia shell[J].Food Science,2015,36(15):35-39.