黄酒是世界三大发酵酒之一，拥有悠久的历史文化，因其独特的口感风味、低酒精含量、丰富的营养，深受人们的喜爱[1-2]。黄酒的品质主要取决于酿造风味，酒体中的醇、醛、酯、酚等挥发性物质相互作用、交汇融合使其具有一系列香气特征，赋予黄酒独特的口感[3]。在众多种类的挥发性物质中，含3个碳原子以上的醇类被称为高级醇，高级醇是黄酒中重要的风味物质，适量的高级醇给人一种醇香宜人的感受，但高级醇过量则容易引起异杂味和致醉性[4-5]。因此，对黄酒挥发性风味物质以及高级醇的检测分析十分重要。
黄酒由多菌种混合发酵而成，属于半开放型，在发酵过程中，微生物利用酒醪原料进行代谢生成多种风味物质，而代谢产物又会正向或反向地影响着微生物的生长和新陈代谢，进而改变黄酒发酵过程及最终黄酒的风味和口感[6-7]。黄酒酿造过程中的微生物与风味物质关系复杂，寻找与风味物质密切相关的功能性微生物研究有利于提高和控制黄酒品质。
目前，南方黄酒大多以糯米为原料，北方大多以黍米为原料[8]，也有学者以燕麦[9]、玉米[10]、苦荞[11]等为原料酿造黄酒，促进了黄酒的多元化发展。红小米为南阳盆地特产，因谷壳呈红色，本地俗称红谷。与糯米、黍米等农作物相比，红小米淀粉含量较低，蛋白质、脂肪和维生素含量较高，且富含人体必需的8种氨基酸，比例协调，具有较高的营养价值[12]。目前尚未有学者对南阳红小米黄酒酿造过程中的微生物群落、挥发性风味物质及其相关性进行研究。
本文以南阳红小米为原料，采用摊饭法进行黄酒酿造，对酿造过程中的挥发性风味物质、微生物群落进行解析，并利用统计学原理对两者之间的相关性进行预测。本研究将揭示南阳红小米黄酒独特口感的微生物机制，为更好的品质控制提供科学依据。
1 材料与方法
1.1 试验材料
红小米：南阳市（世界美酒特色产区）镇平县；绍酒风味T3酿酒曲（根霉菌、酶活20 000 U/g的α-淀粉酶、酶活100 000 U/g的葡萄糖淀粉酶、酿酒酵母）：安琪酵母股份有限公司；麦曲：山东梁山徐曙生物工程有限公司；3-辛醇（色谱纯）：美国Sigma公司；DP328粪便基因组DNA提取试剂盒：天根生化科技（北京）有限公司；QIAquick胶回收试剂盒（28706）：德国QIAGEN公司。
1.2 试验仪器与设备
立氏压力蒸汽灭菌器（LDZX-50FB）：上海申安医疗器械厂；电热恒温培养箱（DNP-9082）：上海精宏试验设备有限公司；电子分析天平（BSA224S-CW）：德国赛多利斯集团；台式高速冷冻离心机（Centrifuge 5430R）：Eppendorf德国艾本德股份公司；气相色谱质谱联用仪（7890A-5975C）、HP-INNOWAX色谱柱（60m×250μm×0.5 μm）：美国安捷伦科技有限公司；T100TM梯度PCR仪：美国Bio-RAD公司；Miseq高通量测序仪：美国Illumina公司。
1.3 方法
1.3.1 红小米黄酒酿造与取样
采用摊饭法酿造红小米黄酒。取0.25 kg红小米淘洗干净，置于洁净的1 L烧杯内，加自来水浸泡，水面超过米层3cm左右，烧杯口用两层无菌纱布覆盖，早晚各换1次水，室温（18℃～21℃）下浸泡24 h后沥干水分，置于不锈钢锅内水煮直至出现糊香味，摊凉冷却至35℃。麦曲接种量为10.0%，酿酒曲接种量为0.45%，均匀搅拌后，装入5 L黄酒发酵罐中，依次用封口膜（扎孔）和纱布进行封罐。黄酒罐室温（18℃～21℃）内持续发酵24 d，发酵前期对其进行搅拌，使其充分发酵。
分别取第 0（投料当天）、2、4、6、9、12、18、24 天的发酵样品10 g，4 000 r/min离心10 min，取上清液用于测定挥发性风味物质，剩余样品转入无菌离心管中，-20℃保存，用于提取微生物总DNA。样本分别命名为HJB0、HJB2、HJB4、HJB6、HJB9、HJB12、HJB18、HJB24。
1.3.2 红小米黄酒风味物质的测定
采用顶空进样气相色谱-质谱联用仪，对红小米黄酒中挥发性风味物质进行定性确定和定量分析。取8 mL已离心的红小米黄酒发酵液加入到20 mL顶空瓶中，再加入 1.5 g NaCl和 25 μL内标物（3-辛醇，质量浓度为300 mg/L）。采用顶空进样器处理样品，样品处理温度60℃，定量环/阀温度100℃，传输线温度110℃，样品处理时间45 min，压力平衡时间0.25 min，进样时间1 min。
气相色谱-质谱法（gas chromatography-mass spec trometry，GC-MS）条件：进样口温度240℃；升温程序为50℃保持2 min，以3℃/min升温至80℃，再以5℃/min升温至230℃，保持10min；载气流速1mL/min；电离方式电子电离（electron ionization，EI）；电子能量70 eV；离子源温度230℃；传输线温度250℃；质量扫描范围m/z为29～350，通过美国国家标准与技术研究院（National Institute of Standards and Technology，NIST）谱库对比风味物质。
挥发性风味物质的半定量分析，将GC-MS检测的高级醇和内标物（3-辛醇）的吸收峰面积代入下面公式，计算红小米黄酒中挥发性风味物质的含量。
式中：Cx为红小米黄酒中某种风味物质的浓度，μg/L；Cs为内标物的浓度，μg/L；Ax为红小米黄酒中待测风味物质的峰面积；As为内标物的峰面积。
1.3.3 红小米黄酒微生物群落结构测定
使用（DP328）粪便基因组DNA提取试剂盒提取黄酒发酵物微生物总DNA。扩增16S V3-V4区，采用的引物为 B341F（5′-CCTACGGGNGGCWGCAG-3′）和B785R（5′-GACTACHVGGGTATCTAATCC-3′）。聚合酶链式反应（polymerase chain reaction，PCR）扩增程序为95℃预变性3 min；95℃变性30 s，55℃退火30 s，72℃延伸30 s，共计25个循环；最后72℃延伸5 min。PCR产物切胶纯化后进行精准定量，送第三方公司进行Illumina MiSeq高通量测序。
为得到高质量的测序数据，以提高后续生物信息分析准确性，使用Vsearch以及Cutadapt软件对原始下机数据进行拼接、质控和过滤，得到有效数据。97%相似性水平下对非重复序列（不含单序列）进行操作分类单元（operational taxonomic unit，OTU）聚类分析，同时采用Denovo模块去除嵌合体序列。选取OTU代表序列与Silva数据库进行比对，使用Mothur软件找出与OTU序列相似度最高且可信度达80%以上的物种信息用于OTU注释，从而完成不同水平下的每个样品的群落结构分析。
1.3.4 红小米黄酒挥发性风味物质与微生物相关性分析
利用RStudio中的psych软件包计算微生物与挥发性风味物质之间的Spearman相关系数（r），以r＞0.5且p＜0.05为阈值找出可视化对象，选用Gephi 0.92对微生物和代谢物之间的相关性进行可视化，以表征微生物对挥发性风味物质的贡献[13]。
2 结果与分析
2.1 挥发性物质在红小米黄酒发酵过程中的动态变化
红小米黄酒风味物质的测定结果见图1。
图1 红小米黄酒发酵过程中挥发性物质变化
Fig.1 Changes in volatile compounds during red millet rice wine fermentation
通过GC-MS对红小米黄酒发酵过程中的挥发性风味物质进行鉴定，共得到70种挥发性物质成分，包括高级醇类15种、酯类24种、烷类10种、醛酮类17种、其他类（如环辛四烯）4种，酯类与高级醇类占挥发性风味物质总含量的90%以上。由图1可知，投料当天（0 d），挥发性组分处于较低水平；0～2d高级醇类迅速增加，酯类与醛酮类化合物也随之上升，发酵第18天，酯类物质含量超过高级醇类成为含量最高的物质，发酵第24天，挥发性风味物质含量达到峰值，为44 362.59 μg/L。
黄酒发酵过程中，酯类物质含量为161 μg/L～24 736 μg/L，其中乙酸乙酯、乙酸异戊酯、丙酸乙酯、己酸乙酯、辛酸乙酯、葵酸乙酯是主要的酯类化合物。与其它已研究的麦曲黄酒[14]、清爽型黄酒[15]、绍兴机械化黄酒[16]的挥发性物质相比，红小米黄酒挥发性物质种类较多，但酯类相对较少，高级醇类、醛酮类较多。
2.2 高级醇在红小米黄酒发酵过程中的动态变化
高级醇在红小米黄酒发酵周期中的种类及含量见表1。
表1 高级醇在红小米黄酒发酵过程中的变化
Table 1 Changes of higher alcohols during fermentation of red millet rice wine μg/L
高级醇种类时间/d 0 2 4 6 12 18 24 β-苯乙醇 - 177.05±0.15 252.13±0.79 274.64±1.24 268.67±0.86 417.51±0.64 365.02±0.13 342.43±0.08正丙醇 - 279.21±1.74 405.93±1.46 416.05±0.36 451.52±1.31 515.61±1.38 613.89±0.76 704.32±1.31正丁醇 - 12.87±0.11 17.76±0.59 17.23±1.26 18.20±0.06 21.54±1.94 22.52±1.41 22.28±1.25异丁醇 23.28±0.13 1 361.09±1.26 1 916.62±2.13 1 854.33±1.98 2 069.62±1.47 2 310.87±1.85 2 523.33±2.31 2 337.18±1.14仲丁醇 - - - - - - 25.33±0.88 -异戊醇 148.49±0.65 6 204.72±1.76 8 258.94±2.32 7 842.38±0.95 8 461.84±2.42 9 501.39±3.15 10 202.1±2.85 9 441.17±1.66正戊醇 - 2.28±0.22 - 3.35±1.37 2.91±0.12 3.79±2.08 4.06±0.16 -正己醇 7.20±0.04 11.12±0.16 13.38±0.03 13.45±0.02 - - - -9
续表1 高级醇在红小米黄酒发酵过程中的变化
Continue table 1 Changes of higher alcohols during fermentation of red millet rice wine μg/L
注：-表示未检出。
时间/d 12 18 24正庚醇 - - - - 2.86±0.73 3.62±0.59 - -糠醇 5.96±0.11 5.02±0.11 7.17±1.09 - 7.98±1.22 10.25±0.84 9.76±2.13 8.81±1.43 2，3-丁二醇 - 6.94±0.02 12.98±0.37 21.51±1.12 26.30±0.54 24.26±0.68 31.97±0.48 56.22±1.03 3-甲基-1-戊醇 - - 5.70±0.77 - 6.32±0.36 - 7.83±1.02 6.43±0.02六甘醇 - - - 5.27±0.67 9.43±0.48 - 8.56±0.22 -3-甲硫基丙醇 - 7.96±0.63 - - 5.87±1.03 - 8.21±0.63 -丙烯醇 - - - - - - 6.32±0.18 30.30±0.95高级醇种类024 6 9
由表1可知，整个发酵过程中共检测出包括异丁醇在内的15种高级醇。投料当天（0 d）检测出4种高级醇，其含量处于较低水平，0～2 d时，高级醇含量迅速升高，随后缓慢增长，第18天达到最大值，为13 828.9 μg/L。
投料当天（0 d），检测出4种高级醇，分别为异丁醇、异戊醇、正己醇和糠醇。在整个发酵过程中，稳定存在的高级醇（检出次数＞4）包括β-苯乙醇、正丙醇、正丁醇、异丁醇、异戊醇、正戊醇、糠醇和2，3-丁二醇，其中正戊醇含量较低（2.28 μg/L～4.06 μg/L），正丁醇、异丁醇、异戊醇、糠醇和2，3-丁二醇含量随发酵时间的延长逐渐上升并趋于稳定。所有时间段均检测出的高级醇为异丁醇和异戊醇，其含量分别占高级醇总含量的12.58%～18.26%和72.89%～80.29%，是本次黄酒发酵检测到的丰度最高的两种挥发性物质。检出次数≤4的高级醇包括仲丁醇、正己醇、正庚醇、3-甲基-1-戊醇、六甘醇、3-甲硫基丙醇和丙烯醇。仅在发酵前期（0～6 d）检测到正己醇，发酵后期（9 d～24 d）高级醇种类显著增加，如仲丁醇、丙烯醇、正庚醇等均有检出。
将已有研究的不同类型的黄酒在其发酵过程中的高级醇种类、主要高级醇平均含量（去除投料当天）进行对比分析，分析结果见表2。
表2 不同类型黄酒发酵过程中的高级醇对比分析
Table 2 Comparison of higher alcohols during fermentation of different types of rice wine
主要高级醇平均含量（不计投料天）/（μg/L）参考文献异丁醇 异戊醇 β-苯乙醇红小米黄酒 15 2 053.29 8 558.93 299.63麦曲黄酒 13 189.95 2 244.82 3 720.45 [14]清爽型黄酒 12 61 600 42 600 56 400 [15]绍兴机械化黄酒 10 62 850 130 140 165 850 [16]燕麦黄酒 18 175.75 1 503.09 1 240.96 [17]黄酒名称 高级醇种类
由表2可知，所研究的几种类型的黄酒主要检测到的高级醇为异丁醇、异戊醇、β-苯乙醇3种，清爽型黄酒和绍兴机械化黄酒主要高级醇的平均含量是其他类型黄酒的10倍～100倍，红小米黄酒的高级醇种类居中，β-苯乙醇含量很低，异丁醇、异戊醇的平均含量高于麦曲黄酒和燕麦黄酒。由此可见，不同酿造工艺，不同风味的黄酒高级醇含量差别明显。
2.3 高通量测序结果及Alpha多样性分析
利用Illumina Miseq测序平台得到样品HJB0、HJB2、HJB4、HJB6、HJB9、HJB12、HJB18、HJB24 的原始测序数据分别为 21 522、22 141、28 199、26 455、20 729、22 153、23 897、20 961条，经过质控得到有效数据，并对其Alpha多样性进行分析，结果见表3。
表3 红小米黄酒样品细菌群落丰度和多样性参数
Table 3 Bacterial community richness and diversity indices of red millet rice wine samples
样品 序列数 OTU数量覆盖率/%HJB0 10 497 38 60.67 90.68 0.62 0.77 0.997 2 HJB2 10 666 52 57.32 60.76 1.33 0.51 0.998 2 HJB4 14 172 60 81.38 82.09 1.63 0.33 0.996 9 HJB6 12 881 52 55.88 61.86 1.38 0.38 0.998 0 HJB9 9 827 26 31.25 34.07 0.25 0.91 0.998 3 HJB12 9 922 17 19.51 31.18 0.29 0.88 0.999 0 HJB18 11 957 19 22.75 23.82 0.68 0.66 0.999 0 HJB24 10 061 15 36.67 84.01 1.03 0.41 0.998 8丰富度指数ACE指数香农指数辛普森指数
由表3可知，8个样品的覆盖率均＞99.0%，表明试验测序深度合理，测序结果可以反映真实的样本情况。4个指数中，香农指数越大，群落物种的多样性越高，辛普森指数越大，说明群落多样性越低，而丰富度指数或ACE指数越大，则表明群落物种丰富度越高。样本HJB4的香农指数（1.63）最高，辛普森指数（0.33）最低，丰富度指数及ACE指数均较高，表明红小米黄酒发酵至第4天细菌微生物群落多样性达到峰值，随着发酵的进行，微生物多样性和丰富度下降较为明显，发酵末期又有所回升。
根据高通量测序结果所获取的信息，在门水平上进行细菌微生物群落分析，共得到5个门，其中优势菌门有2个，分别为厚壁菌门（Firmicutes）和变形菌门（Proteobacteria），这与多数黄酒酿造微生物的相关研究相一致[14-18]。门水平红小米黄酒微生物群落结构分析结果见图2，属水平红小米黄酒微生物群落结构分析结果见图3。
图2 门水平红小米黄酒微生物群落结构分析
Fig.2 Analysis of bacterial community structure in red millet rice wine based on phyla levels
图3 属水平红小米黄酒微生物群落结构分析
Fig.3 Analysis of bacterial community structure in red millet rice wine based on genus levels
由图2可知，变形菌门在发酵前4 d占据优势，相对丰度为94.49%～57.54%。随着发酵的进行，厚壁菌门逐渐成为优势菌门，发酵第9天至结束，厚壁菌门的相对丰度均超过98%。
由图3可知，对OTU注释，共得到了55个属，其中相对丰度＞1%的优势菌属共有7种，分别是肠球菌属（Enterococcus）、克鲁沃菌属（Kluyvera）、乳酸杆菌属（Lacticaseibacillus）、大洋芽孢杆菌属（Oceanobacillus）、魏斯氏菌属（Weissella）、克罗彭斯特菌属（Kroppenstedtia）和Lentilactobacillus，非优势菌属及未分类的OTU归为其它。
本研究的红小米黄酒发酵过程中Lacticaseibacillus是相对丰度最高的细菌，由图3可知，从第2天的6.61%迅速增加，第9天达到最高值95.79%，随后缓慢降低，最终丰度值为48.6%。黄酒发酵前后期呈现出显著不同的细菌群落结构，发酵前期（2 d～6 d）菌群丰富，优势菌 Oceanobacillus、Weissella、Kluyvera、Enterococcus和Kroppenstedtia均出现丰度最高值；发酵后期（9 d～24 d）上述5种细菌基本无检出，Lentilactobacillus增长明显，最终丰度为41.88%，成为绝对优势菌。分析原因可能是由于黄酒发酵后期呈现的高酒精、高酸、缺氧的环境抑制了某些微生物的生长，给耐受细菌提供了更多的生态位[19-20]。
2.4 红小米黄酒核心微生物与挥发性物质的相关性
选取丰度前20的细菌属和70种挥发性风味物质作相关性分析，计算他们之间spearman相关系数（r），选取r>0.5且p<0.05作为有效的网络连接并绘图，结果见图4。
图4 挥发性物质与主要微生物的相关性网络分析
Fig.4 Correlation network between volatile compounds and microbial genera
如图4所示，共有45个有效节点，81项关联。其中 ，Bacillus、Lentilactobacillus、Companilactobacillus 是连接最大的 3个属（21、18、18），相关化合物主要是对黄酒风味的产生具有重要作用的醇类和酯类。Lacticaseibacillus与甲基环戊烷（B3）以及4种醇类、4种醛酮类有关联。正己醇（V8）与 Kluyvera、Kroppenstedtia、Enterococcus、Oceanobacillus、Weissella、Lentibacillus 均具有相关性。三氯甲烷（B4）和十七烷（B7）与O－ceanobacillus产生了相关性，乙酸乙酯（A2）只与Bacillus相关，庚酸乙酯（A11）只与Lentibacillus相关。以上结果表明，在本次红小米黄酒发酵过程中，对风味物质的主要贡献细菌群为 Bacillus、Lentilactobacillus、Companilactobacillus和Lacticaseibacillus。红小米黄酒发酵过程中与风味物质形成有关的细菌主要集中在芽孢杆菌属与乳杆菌属，并未见其他报道中的糖多孢菌属和泛菌属[21-22]，推测主要是与发酵原料的不同有关。
3 结论
本研究以南阳特色红小米为主要原料进行黄酒酿造，从微生物组和代谢组的角度，结合多元统计学分析揭示黄酒发酵过程中微生物与挥发性风味物质的相关性。本次黄酒发酵试验共检测到70种挥发性风味物质，酯类与高级醇含量占总含量的90%以上，其中高级醇15种，异戊醇、异丁醇丰度较高。高通量测序结果揭示黄酒发酵至第4天，细菌群落结构多样性达到最高。门水平上，丰度最高的是厚壁菌门（Firmicutes）和变形菌门（Proteobacteria）；属水平上，优势属共有7个。相关性研究发现，对风味物质的主要贡献细菌群为 Bacillus、Lentilactobacillus、Companilactobacillus和Lacticaseibacillus。本研究结果可以为实现合成微生物组生产黄酒及其品质的定向调控奠定理论基础。
[1] 赵培城,蔡际豪,顾赛麒,等.不同酒龄传统绍兴黄酒的特征风味物质分析[J].食品科学,2020,41(22):231-237.ZHAO Peicheng,CAI Jihao,GU Saiqi,et al.Analysis of characteristic flavor substances of traditional Shaoxing rice wines of different ages[J].Food Science,2020,41(22):231-237.
[2]LY S,MITH H,TARAYRE C,et al.Impact of microbial composition of Cambodian traditional dried starters(dombea)on flavor compounds of rice wine:Combining amplicon sequencing with HP-SPMEGCMS[J].Frontiers in Microbiology,2018,9:894.
[3] 王栋,经斌,徐岩,等.中国黄酒风味感官特征及其风味轮的构建[J].食品科学,2013,34(5):90-95.WANG Dong,JING Bin,XU Yan,et al.Sensory flavor characteristics of Chinese yellow rice wine and construction of flavor wheel[J].Food Science,2013,34(5):90-95.
[4] 戈瑚瑚,倪莉.黄酒饮后产生上头上火的原因探究[J].食品与发酵工业,2010,36(8):136-139.GE Huhu,NI Li.Research on the reason of 'headache&dizzy' and 'excessive internal heat' after drinking rice wine[J].Food and Fermentation Industries,2010,36(8):136-139.
[5] 黄桂东,吴子蓥,唐素婷,等.黄酒中高级醇含量控制与检测研究进展[J].中国酿造,2018,37(1):7-11.HUANG Guidong,WU Ziying,TANG Suting,et al.Research progress on control and detection of higher alcohols contents from Chinese rice wine[J].China Brewing,2018,37(1):7-11.
[6] XIE G,WANG L,GAO Q,et al.Microbial community structure in fermentation process of Shaoxing rice wine by Illumina-based metagenomic sequencing[J].Journal of the Science of Food and A－griculture,2013,93(12):3121-3125.
[7]LV X C,HUANG R L,CHEN F,et al.Bacterial community dynamics during the traditional brewing of Wuyi Hong Qu glutinous rice wine as determined by culture-independent methods[J].Food Control,2013,34(2):300-306.
[8] 倪莉,吕旭聪,黄志清,等.黄酒的生理功效及其生理活性物质研究进展[J].中国食品学报,2012,12(3):1-7.NI Li,LV Xucong,HUANG Zhiqing,et al.A review of physiological functions and bioactives of rice wine[J].Journal of Chinese Institute of Food Science and Technology,2012,12(3):1-7.
[9] 涂璐,王爱莉,李再贵.燕麦红曲黄酒多酚含量及抗氧化性研究[J].中国酿造,2012,31(1):43-45.TU Lu,WANG Aili,LI Zaigui.Polyphenol content and antioxidative activity of oat-red kojic rice wine[J].China Brewing,2012,31(1):43-45.
[10]李永翔,蒋海娇,郭建华.基于高通量测序分析玉米黄酒微生物多样性[J].齐齐哈尔大学学报(自然科学版),2021,37(3):62-65.LI Yongxiang,JIANG Haijiao,GUO Jianhua.Analysis of microbial diversity of corn rice wine based on high-throughput sequencing[J].Journal of Qiqihar University(Natural Science Edition),2021,37(3):62-65.
[11]李河,李正涛,张宿义,等.苦荞黄酒的工艺研究[J].食品研究与开发,2016,37(21):68-71.LI He,LI Zhengtao,ZHANG Suyi,et al.Process of buckwheat rice wine technology[J].Food Research and Development,2016,37(21):68-71.
[12]陈林玉,宋乐园,王云雨,等.红小米化学成分与营养成分分析[J].食品科学,2021,42(18):218-224.CHEN Linyu,SONG Leyuan,WANG Yunyu,et al.Analysis of chemical and nutritional components of red millet[J].Food Science,2021,42(18):218-224.
[13]王鹏,吴群,徐岩.中国白酒发酵过程中的核心微生物群及其与环境因子的关系[J].微生物学报,2018,58(1):142-153.WANG Peng,WU Qun,XU Yan.Core microbiota in Chinese liquor fermentation and associations with environmental factors[J].Acta Microbiologica Sinica,2018,58(1):142-153.
[14]刘芸雅.绍兴黄酒发酵中微生物群落结构及其对风味物质影响研究[D].无锡:江南大学,2015:2-4.LIU Yunya.Characterization of microflora and their functions on flavor compounds in Shaoxing rice wine[D].Wuxi:Jiangnan University,2015:2-4.
[15]牟穰.清爽型黄酒酿造微生物群落结构及其与风味物质相关性研究[D].无锡:江南大学,2015:1-4.MOU Rang.Analysis of the microbial community structure and the correlation with flavor substances during qingshuang type Chinese rice wine brewing[D].Wuxi:Jiangnan University,2015:1-4.
[16]陈青柳.绍兴机械化黄酒风味形成途径和功能微生物的研究[D].无锡:江南大学,2018:1-3.CHEN Qingliu.Study on the flavor formation and functional microorganism of Shaoxing mechanized Huangjiu[D].Wuxi:Jiangnan University,2018:1-3.
[17]孙乐平,张伟,徐嘉良,等.燕麦黄酒发酵过程中微生物群落结构变化及对高级醇的影响[J].食品科学技术学报,2020,38(1):43-52,59.SUN Leping,ZHANG Wei,XU Jialiang,et al.Changes of microbial community structure and effects on higher alcohols in oat Huangjiu fermentation process[J].Journal of Food Science and Technology,2020,38(1):43-52,59.
[18]陈历水,沈雪梅,刘蕾,等.黄酒生产过程中细菌群落结构与生物胺含量变化分析[J].食品研究与开发,2018,39(11):76-83.CHEN Lishui,SHEN Xuemei,LIU Lei,et al.Analysis of changes about bacterial community structure and biogenic amines during the production of rice wine[J].Food Research and Development,2018,39(11):76-83.
[19]陈一钒,吴余宁,徐春燕,等.基于高通量测序技术分析黄酒微生物多样性的研究进展[J].现代食品,2020(23):38-43.CHEN Yifan,WU Yuning,XU Chunyan,et al.Research progress on analysis of microbial diversity in Huangjiu based on high-throughput sequencing technology[J].Modern Food,2020(23):38-43.
[20]郑和龙.黄酒酵母菌株对黄酒发酵微生物群落结构与风味物质的影响[D].杭州:浙江工商大学,2020:3-5.ZHENG Helong.The impact of different Saccharomyces cerevisiae strains on microbial diversity and wine quality in Chinese rice wine fermentations[D].Hangzhou:Zhejiang Gongshang University,2020:3-5.
[21]陈臣,刘洋,田怀香,等.黄酒微生物及其与风味形成关系的研究进展[J].食品安全质量检测学报,2019,10(15):4856-4863.CHEN Chen,LIU Yang,TIAN Huaixiang,et al.Research progress on the microbial community and their relationship with flavor formation in the brewing process of Chinese rice wine[J].Journal of Food Safety&Quality,2019,10(15):4856-4863.
[22]马琳娜,邱树毅,王啸.不同黄酒酒曲的酿造微生物与风味物质之间的关系[J].食品与发酵科技,2021,57(3):81-89.MA Linna,QIU Shuyi,WANG Xiao.Relationship between brewing microorganisms and flavor compounds in different rice wine Jiuqu[J].Food and Fermentation Sciences&Technology,2021,57(3):81-89.