淀粉作为高等植物的主要能源储备，广泛存在于植物根、茎、作物种子和主要农作物如水稻、玉米、小麦、木薯、马铃薯中[1]。淀粉分子是由多个无水葡萄糖单元以独特和独立的形式组合而成的聚合物，呈白色固体状。不同淀粉颗粒大小不同，其中马铃薯淀粉颗粒最大，其粒径可达到100 μm，因此马铃薯淀粉颗粒内部结构较为疏松，较易受到外力作用，易于糊化[2]。马铃薯淀粉含有磷酸基团，其互相排斥作用使淀粉能够更好地水合，形成透明度较高的淀粉糊。马铃薯淀粉具有很好的加工性能，如色泽洁白、黏糊度大、透明度高等，应用于食品、纺织、化工等多个领域[3]。但马铃薯淀粉在理化性质方面具有难以克服的局限性，例如低剪切性以及马铃薯淀粉的粒径大，大颗粒的马铃薯淀粉易膨胀而导致高黏度，使得质地粗糙[4]。为改善马铃薯淀粉的物理化学方面的天然局限性，可以使用物理、化学或者生物的方法进行改性，相比较而言，物理的方法更为绿色安全，不需添加任何物质。
淀粉的物理处理方法包括高静压、超声、辐射、球磨等方法，使淀粉的结构和性质发生改变。高压微射流技术是一种新兴的短时、快速、高效的动态高压处理技术[5]。该技术是以流体力学及超高压理论为基础的特殊处理过程，瞬间就可产生高达200 MPa的压力，处理时间短、可实现连续性操作[6]。该技术不仅克服了分批处理的缺陷，还通过迫使加压的流体流过微小的间隙而被均质，使得样品在处理过程中更加均匀、稳定。据研究表明，高压微射流在处理过程中会产生剪切、撞击、振荡等强烈机械力作用，使得淀粉的结构被破坏、流变、热力学等性质也发生改变[6-8]。
本文通过研究不同压力条件下高压微射流处理对马铃薯淀粉结构和糊特性的影响，分析高压微射流处理后的淀粉结构与其糊特性之间的内在联系，为淀粉绿色改性技术提供理论支持，从而拓宽马铃薯淀粉在高端产品中的应用。
1 材料与方法
1.1.1 材料与仪器
马铃薯淀粉：甘肃省成林三豪有限公司；碘（分析纯）、碘化钾（分析纯）、氢氧化钠（分析纯）、无水乙醇（分析纯）：天津凯通化学试剂有限公司；直链淀粉（分析纯）：上海源叶生物科技有限公司；氰基硼氢化钠（分析纯）、8-氨基芘基-1，3，6三磺酸三钠盐（APTS）（荧光级）：美国sigma-aldrich公司。
AMH-3高压微射流仪器：中国ATS工业系统有限公司；LSM 510 META激光共聚焦显微镜：德国卡尔蔡司公司；RVA-Eritm黏度分析仪：瑞典波通仪器有限公司；UV-2100型紫外可见分光光度计：上海元析仪器有限公司；mastersizer 2000激光粒度仪：英国马尔文仪器有限公司；DXR2xi激光共聚焦拉曼光谱仪：美国赛默飞世尔科技有限公司；WSB-Ⅵ型智能白度分析仪：杭州大吉电光仪器有限公司。
1.1.2 马铃薯样品的制备
称取马铃薯淀粉（100.00 g，干基），加入蒸馏水制备12%的淀粉悬浮液。淀粉悬浮液在高压微射流仪器中分别进行40、80、120、160 MPa处理。该仪器配有直径75 μm的均质腔室和与均质腔连接的冷却水循环泵，防止样品受到严重的热损伤，并保证最小的温度冲击。高压微射流处理后的淀粉样品在45℃恒温烘箱中干燥，研磨后通过200目筛。所有样品保存在自密封袋中。
1.2 试验方法
1.2.1 水溶指数和膨胀度的测定
准确称取9.00 g马铃薯淀粉于烧杯中，配成质量分数为2.0%的淀粉乳450 mL，85℃水浴糊化30 min，3000 r/min离心30 min。将上清液倾出于已恒定质量的烧杯中，称量并记录，然后于105℃烘干至恒质量，称其质量为溶解的淀粉质量A，称取离心后沉淀物质量为膨胀淀粉质量P，计算水溶指数和膨胀度。公式如下[9]。
式中：S为水溶指数，%；B为膨胀度，g/g；A为上清液烘干恒量后的质量，g；W为绝干样品质量，g；P为离心后沉淀物质量，g。
1.2.2 黏度特性测定
使用快速黏度分析仪（rapid viscosity analyzer，RVA）分析淀粉的黏度特性。根据淀粉含水量配制一定浓度样品悬浮液，将悬浮液在50℃下稳定2 min，然后加热到95℃、10 min，在该温度下保持5 min，然后在10 min内冷却到50℃，并在50℃下保持5 min[10]。
1.2.3 粒径分布
将淀粉样品悬浮于去离子水中，配制成0.05 mg/mL的悬浮液，将待测液搅拌均匀后倒入激光粒度仪的样品池中，测定淀粉颗粒的粒径大小[11]。
1.2.4 外观白度的测定
根据GB/T 22427.6—2008《淀粉白度测定》中规定方法，使用智能白度测定仪进行淀粉样品白度测定。
1.2.5 直链淀粉的表观含量（apparent amylose content，AAC）测定
根据GB/T 15683—2008《大米直链淀粉含量测定》中的测定方法，对淀粉中的直链淀粉表观含量进行测定。
1.2.6 拉曼光谱分析
测试条件如下：533 nm绿色二极管激发光源，扫描波数范围3 400 cm-1～50 cm-1，分辨率4 cm-1。使用软件PeakFit v4.12拟合处理拉曼图谱，并计算特征峰值和480 cm-1处特征峰的半峰宽。每个样品测量3次。
1.2.7 激光共聚焦显微镜（confocal laser scanning microscope，CLSM）
准确称取原淀粉样品（10.00 mg）与10 mmol/L的8-氨基芘基-1，3，6 三磺酸三钠盐醋酸溶液（15 μL）和1 mol/L氰基硼氢化钠（15 μL）混合均匀，30℃下反应15 h，再用1 mL去离子水将染色后的淀粉样品清洗5次，然后悬浮于100 μL 50%的甘油与水的混合液中，取一滴悬浮液于CLSM观察，并记录下淀粉颗粒的微观结构[12]。
1.3 数据处理
每个样品均进行3次平行试验。采用Origin 8.5、Excel进行数据处理。采用SPSS 19.0统计软件对试验数据进行方差分析。
2 结果与分析
2.1 高压微射流对马铃薯淀粉内部微观结构的影响
高压微射流对马铃薯淀粉内部微观结构的影响见图1。
APTS染色机理主要是通过染色剂与淀粉分子的还原段末端发生反应，产生荧光现象[13]。但在相同分子量下，直链淀粉比支链淀粉的还原末端多，更容易染色产生荧光[14]。图1中很明显可看出淀粉颗粒结构内部包含半结晶区和无定形区两部分交替组成同心环状壳层（生长环）空间结构，其中壳层厚度120 nm～400 nm，还有孔道结构[15]。40 MPa处理后淀粉的生长环结构变模糊，可见高压微射流的机械力对淀粉颗粒的内部结构产生了影响。在80MPa处理后，淀粉颗粒内部孔道和生长环结构又变得清晰。在120 MPa～160 MPa处理后淀粉颗粒明显发生破损，荧光现象散布在颗粒周围，可推测较高压力下的高压微射流作用破坏了淀粉颗粒结构，分子链发生降解，内部直链淀粉溶出且分布在颗粒周围。
图1 不同压力下马铃薯淀粉的CLSM图（×1 600）
Fig.1 CLSM of potato starch by different pressures（×1 600）
a、b、c、d、e分别为高压微射流 0、40、80、120、160 MPa 处理。
2.2 高压微射流对马铃薯淀粉粒径和白度的影响
高压微射流对马铃薯淀粉粒径和白度的影响见表1。
表1 不同压力下马铃薯淀粉的粒径和白度
Table 1 The particle size and whiteness of potato starch by different pressures
注：同一列中不同字母表示差异显著（P<0.05）。
压力/MPa D10/μm D50/μm D90/μm 白度0 3.933±0.055ab 21.033±0.204a67.280±1.775a89.60±0.20a 40 3.290±0.168b 19.087±0.095c58.550±1.654b82.47±0.15d 80 3.543±0.145a 20.073±0.160b60.627±1.055b84.07±0.06b 120 2.620±0.070c 13.313±0.212d47.533±0.411c83.80±0.10c 160 3.170±0.046d 18.307±0.112e57.813±0.123d80.30±0.10e
D10、D50和D90代表颗粒数目小于10%，50%和90%所占的粒径。马铃薯淀粉的白度与其颗粒形状大小以及内部晶体结构有关[16]。由表1可知，经高压微射流处理的马铃薯淀粉颗粒的破坏程度与白度成正相关[17]。当处理压力为40 MPa时，马铃薯淀粉颗粒粒径减小，比表面积变大，其表面所含有的蛋白质和脂质等杂质成分比颗粒大的淀粉多，所以淀粉白度降低。80 MPa时，D10、D50、D90均增大，一方面是由于部分淀粉颗粒随压力的增大而破坏，小颗粒数量的增多加剧了颗粒表面的范德华力和静电引力，即二次颗粒；另一方面是高压处理环境使淀粉发生糊化，导致颗粒聚集成团使粒径变大[18]。当压力增大至120 MPa时，淀粉颗粒进一步破坏，淀粉晶体破损，粒径进一步减小。160 MPa时，部分淀粉颗粒被破碎成较小尺寸的碎片（图1），甚至丧失了晶体结构，淀粉颗粒之间团聚到一起，导致颗粒粒径增大。由于该淀粉颗粒表面产生裂纹与凹陷，导致淀粉白度下降至80.30[19]。
2.3 高压微射流对马铃薯淀粉的AAC、水溶指数和膨胀度的影响
高压微射流对马铃薯淀粉的AAC、水溶指数和膨胀度的影响见图2。
图2 不同压力下马铃薯淀粉的AAC、水溶指数和膨胀度
Fig.2 Potato starch AAC，water melt index and swelling degree by different pressures
小写字母不同表示AAC、水溶指数差异显著（P＜0.05）；大写字母不同表示膨胀度差异显著（P＜0.05）。
淀粉溶解度和膨胀度与其颗粒粒度、晶体结构的破坏以及短程有序结构有关[20]。结合粒径分布可得知淀粉的直链淀粉含量与粒径大小成正比。水溶指数变化趋势为随着处理压力的增大而逐渐上升，压力的增大会造成淀粉小颗粒数目的增多。较小的颗粒具有较大的比表面积和较短的水分子扩散路径[21]。此外，直链淀粉/支链淀粉比率也会改变淀粉颗粒吸水和膨胀的能力[22]。
受力开始时（40 MPa），淀粉中部分双螺旋结构解开，导致淀粉颗粒结构变疏松，直链淀粉易于溶解。当压力升高至80 MPa时，AAC降低，水溶指数降低至10.67%，膨胀度下降至32.42 g/g。可以推测此阶段淀粉颗粒内部发生聚集，支链淀粉与水的结合能力减弱。当120 MPa时，高压微射流处理导致淀粉结晶区的分子排列改变以及淀粉颗粒破损，导致直链淀粉易溶出，水溶指数显著增大。
当160 MPa时，可能是由于高压微射流导致部分支链淀粉分子断裂，溶出直链淀粉增多[23]；该阶段淀粉颗粒微晶结构遭到破坏，水分子与淀粉聚合物链上的游离羟基间的氢键会变弱[24-25]，所以水溶指数显著增大。但是该阶段马铃薯淀粉颗粒完全破碎，大量淀粉分子溶出，会导致膨胀度进一步降低[26]。
2.4 高压微射流对马铃薯淀粉拉曼光谱的影响
高压微射流处理前后的马铃薯淀粉的拉曼光谱和峰强度分析见图3和表2所示。
表2 不同压力下马铃薯淀粉拉曼光谱分析
Table 2 Raman spectrum analysis of potato starch by different pressures
注：同一列中不同字母表示差异显著（P<0.05）。
压力/MPa特征衍射峰强度480 cm-1半峰宽2 910 cm-1 1 340 cm-1 1 125 cm-1 939 cm-1 476 cm-1 0 21 835.43±6.36a 11 999.67±6.76a 13 300.01±8.18a 10 710.60±11.82a 20 009.27±13.92a 26.18±0.14e 40 14 465.70±9.22c 7 661.97±11.72c 8 628.03±10.24c 6 257.02±5.93c 11 509.43±9.19c 28.75±0.18c 80 14 879.50±9.06b 7 829.57±8.50b 8 863.43±9.80b 6 544.50±10.29b 15 432.50±5.44b 27.48±0.19d 120 8 785.27±3.74d 5 381.27±5.40d 6 207.83±13.79d 4 640.57±15.04d 9 454.93±10.30d 29.40±0.21b 160 8 230.63±10.30e 3 996.80±6.33e 5 046.47±10.05e 3 712.63±8.50e 7 752.43±10.15e 29.96±0.14a
如图3所示，马铃薯淀粉经不同压力的高压微射流处理，具有基本相同的拉曼光谱峰，且特征峰的位置一致，但是衍射峰的强度产生了变化。根据Wiercigroch等[27]研究，可以确定拉曼光谱中特征峰与淀粉结构的关系。在476 cm-1处显示了一个较高强度的衍射峰，该峰归因于C-O-C的弯曲振动和C-C-O的骨架模式振动，代表了淀粉中多糖成分的特征衍射峰[28]。高压微射流处理后该波段强度发生改变，表明聚合物链的位置发生了变化。939 cm-1附近的峰主要由直链淀粉α-1，4-糖苷键的弯曲振动产生。1 125 cm-1区间主要包括C-OH弯曲，C-O伸缩以及C-OH的弯曲振动。1 340 cm-1附近的峰主要是由CH2振动耦合和CO-H振动组成[29]。2 910 cm-1区域与C-H的对称和不对称的拉伸有关。强度变化和位移可主要归因于样品中直链淀粉和支链淀粉含量的变化[30]。结合图表可知。在480 cm-1骨架模式区域和2 910 cm-1C-H拉伸模式区域中的谱带对高压微射流的处理过程敏感，变化显著。
图3 不同压力下马铃薯淀粉的拉曼光谱图
Fig.3 Raman spectra of potato starch by different pressures
a、b、c、d、e分别为高压微射流 0、40、80、120、160 MPa处理。
研究表明，拉曼光谱特征峰的强度与淀粉结晶度有关[31]。拉曼图谱480 cm-1的半峰宽可用于表征淀粉分子的有序化，二者关系呈负相关[32]。如表2所示，经40 MPa处理后，马铃薯淀粉的拉曼光谱的峰值强度普遍降低，半峰宽增大，这表明高压微射流处理导致淀粉的结晶度降低，淀粉分子无序化程度加深。由于80 MPa处理后淀粉颗粒内部出现聚集，所以峰值强度提高；并且半峰宽减小，说明此阶段淀粉颗粒内部分子有序化程度提高。120 MPa～160 MPa处理后，衍射峰强度显著降低，而半峰宽增大，表明淀粉颗粒的结晶度降低，颗粒无序化程度增加。这可归因于高压微射流产生的机械力导致淀粉颗粒破损，分子内部的氢键遭到破坏，淀粉分子链断裂。
2.5 高压微射流对马铃薯淀粉糊特性的影响
高压微射流对马铃薯淀粉糊特性的影响见表3。
表3 不同压力下马铃薯淀粉的糊特性
Table 3 Paste characteristics of potato starch by different pressures
注：同一列中不同字母表示差异显著（P<0.05）。
压力/MPa峰值黏度/（mPa·s）谷值黏度/（mPa·s）崩解值/（mPa·s）终值黏度/（mPa·s）回生值/（mPa·s）0 8 000.000±0.000a 3 156.000±25.159a 4 834.000±7.937a 3 667.667±10.693a 505.001±13.454d 40 7 146.667±15.567b 2 572.333±9.292b 4 584.333±15.044b 3 267.667±12.014b 695.333±9.073c 80 5 620.000±14.012c 2 564.667±15.275b 3 106.000±3.606c 3 331.333±17.214c 753.333±8.737b 120 3 000.333±15.567d 1 563.667±22.121c 1 462.667±4.726d 2 504.667±20.599d 933.667±2.517a 160 534.667±6.807e 235.667±9.292d 299.000±13.229e 431.667±14.364d 196.010±5.196e
马铃薯淀粉含有带负电的磷酸酯，淀粉链之间相互排斥，促进了淀粉颗粒溶胀[33]。因此马铃薯原淀粉的各项黏度值很高，尤其峰值黏度超过了测量范围（≤8 000 mPa·s）。当压力为 0～120 MPa时，随着压力的增大，马铃薯淀粉的峰值黏度、谷值黏度、崩解值以及终值黏度的数值均减小，回生值则相反。当压力增大至160 MPa时，马铃薯的各项黏度特征值均骤降。可能是由于高压微射流处理导致马铃薯淀粉颗粒内部微观结构破坏（图1），淀粉颗粒无序化程度的提高，导致直链淀粉易溶出且支链淀粉易分散[34]。
崩解值代表糊化后淀粉颗粒的破损程度，并且是淀粉颗粒抵抗剪切和高温的稳定性的量度[35]。高压微射流处理破坏了淀粉颗粒，淀粉分子的无序化程度提高，糊化过程中淀粉分子吸水性降低，导致淀粉颗粒糊化过程有限膨胀，所以崩解值降低。冷却至50℃后淀粉糊的黏度增加值定义为回生值。在该阶段，淀粉分子发生重排或回生。随着处理压力升高至120 MPa，马铃薯淀粉回生值显著增加而崩解值显著降低。这表明，随着处理压力的升高，长链支链淀粉的降解和解聚，增加了聚合物链的线性部分，从而促进了淀粉分子链的重新结合或重新排列，抗剪切强度提高，而凝胶的回生速度变快，并且形成稳定的冷淀粉糊[36]。
结合图1和表3可看出，160 MPa处理后马铃薯淀粉颗粒结构破坏严重，RVA的各项黏度数值急剧降低，说明破损的淀粉颗粒片段以及分散的淀粉分子，在糊化过程中难以形成凝胶形态，只能形成具有黏性的糊状溶液，其抗剪切能力大大减弱[37]。可见，高压微射流处理产生的机械力作用可深入到淀粉颗粒内部，使得淀粉的内部结构产生破坏，尤其是在更高的压力下影响更加显著。
3 结论
高压微射流处理后淀粉分子的微观结构、直链淀粉的表观含量、结晶度等发生显著变化，进而影响了淀粉糊的溶解度、膨胀度、黏度等性质。马铃薯淀粉的黏度随着高压微射流压力的增大而显著降低，稳定性显著增强，有助于马铃薯淀粉在高端产品中的应用。研究结果还表明高压微射流对淀粉具有机械力化学效应，其作用机理有待于进一步研究。
[1]OGUNSONA E,OJOGBO E,MEKONNEN E,et al.Advanced material applications of starch and its derivatives[J].European Polymer Journal,2018,108:570-581.
[2]李艳芳.乙酰化马铃薯淀粉流变,凝胶特性及颗粒形貌研究[D].西安:陕西科技大学,2017.LI Yanfang.Rheological,gel properties and granule morphology of acetylated potato starch[D].Xi′an:Shaanxi University of Science & Technology,2017.
[3]崔瑞庭.颗粒状冷水可溶马铃薯和木薯淀粉制备及其结构性质[D].哈尔滨:哈尔滨工业大学,2014.CUI Ruiting.Preparation of cold water soluble potato and tapioca starch and its structures and properties[D].Harbin:Harbin Institute of Technology,2014.
[4]SINGH J,COLUSSI R,MCCARTHY O,et al.Potato starch and its modification[M]//Advances in Potato Chemistry and Technology(Second Edition).New York:Acedemic Press,2016:195-247.
[5]MENG S,MA Y,SUN D W,et al.Properties of starch-palmitic acid complexes prepared by high pressure homogenization[J].Journal of Cereal Science,2014,59(1):25-32.
[6]WANG T,SUN X,RADDATZ J,et al.Effects of microfluidization on microstructure and physicochemical properties of corn bran[J].Journal of Cereal Science,2013,58(2):355-361.
[7]QIU S,LI Y Y,CHEN H,et al.Effects of high-pressure homogenization on thermal and electrical properties of wheat starch[J].Journal of Food Engineering,2014,128(3):53-59.
[8]LARREA-WACHTENDORFF D,DI NOBILE G,FERRARI G.Effects of processing conditions and glycerol concentration on rheological and texture properties of starch-based hydrogels produced by high pressure processing(HPP)[J].International Journal of Biological Macromolecules,2020,159:590-597.
[9]SUKHIJA S,SINGH S,RIAR C S.Physicochemical,crystalline,morphological,pasting and thermal properties of modified lotus rhizome(Nelumbo nucifera)starch[J].Food Hydrocolloids,2016:50-58.
[10]PRZETACZEK-ROZNOWSKA I.Physicochemical properties of starches isolated from pumpkin compared with potato and corn starches[J].International Journal of Biological Macromolecules,2017,101:536-542.
[11]BHAT F M,RIAR C S.Effect of amylose,particle size & morphology on the functionality of starches of traditional rice cultivars[J].International Journal of Biological Macromolecules,2016,92:637-644.
[12]MAKOWSKA A,SZWENGIEL A,KUBIAK P,et al.Characteristics and structure of starch isolated from triticale[J].Starch-Stärke,2015,66(9-10):895-902.
[13]MONROY Y,RIVERO S,GARCIA,GARCÍA M A.Microstructural and techno-functional properties of cassava starch modified by ultrasound[J].Ultrasonics Sonochemistry,2018,42:795-804.
[14]马芸.淀粉颗粒外壳的分离及其性质与结构研究[D].西安:陕西科技大学,2018.MA Yun.Properties and structure of the outer shells separating from starch granules[D].Xi′an:Shaanxi University of Science & Technology,2018.
[15]TESTER R F,KARKALAS J,QI X.Starch—Composition,fine structure and architecture[J].Journal of Cereal ence,2004,39(2):151-165.
[16]CHEN L,MA R,ZHANG Z,et al.Comprehensive investigation and coMParison of surface microstructure of fractionated potato starches[J].Food Hydrocolloids,2019,89:11-19.
[17]REDDY C K,LUAN F,XU B T.Morphology,crystallinity,pasting,thermal and quality characteristics of starches from adzuki bean(Vigna angularis L.)and edible kudzu(Pueraria thomsonii Benth)[J].International Journal of Biological Macromolecules,2017,105:354-362.
[18]尹月斌.动态高压微射流技术对直链淀粉性质和结构的影响[D].南昌:南昌大学,2013.YIN Yuebin.Effect of dynamic high pressure microfluidization on the properties and structure of amylose[D].Nanchang:Nanchang U－niversity,2013.
[19]杨莹琦,田双起,王新伟,等.苹果酸玉米淀粉酯理化性质及消化特性研究[J].河南工业大学学报:自然科学版,2019,40(3):1-6.YANG Yingqi,TIAN Shuangqi,WANG Xinwei,et al.Physicochemical properties and digestibility of malate corn starch[J].Journal of Henan University of Technology(Natural Science Edition),2019,40(3):1-6..
[20]CROCHET P,BEAUXIS-LAGRAVE T,NOEL T R,et al.Starch crystal solubility and starch granule gelatinisation[J].Carbohydrate Research,2005,340(1):107-113.
[21]GE X,SHEN H,SU C,et al.The improving effects of cold plasma on multi-scale structure,physicochemical and digestive properties of dry heated red adzuki bean starch[J].Food Chemistry,2021,349(1):129159.
[22]CHEN J C,CHEN Y Z,GE H F,et al.Multi-scale structure,pasting and digestibility of adlay(Coixlachryma-jobi L.)seed starch[J].Food Hydrocolloids,2018,89:885-891.
[23]CHEN L,DAI Y,HOU H,et al.Effect of high pressure microfluidization on the morphology,structure and rheology of sweet potato starch[J].Food Hydrocolloids,2021,115:106606.
[24]JEONG D,HAN J,LIU Q,et al.Effect of processing,storage,and modification on in vitro starch digestion characteristics of food legumes:A review[J].Food Hydrocolloids,2019,90:367-376
[25]MA M,WANG Y,WANG M,et al.Physicochemical properties and in vitro digestibility of legume starches[J].Food Hydrocolloids,2017,63:249-255.
[26]HOOVE R,VASANTHAN T.The effect of annealing on the physicochemical properties of wheat,oat,potato and lentil starches[J].Journal of Food Biochemistry,2010,17(5):303-325.
[27]WIERCIGROCH E,SZAFRANIEC E,CZAMARA K,et al.Raman and infrared spectroscopy of carbohydrates:A review[J].Spectrochimica Acta Part A Molecular and Biomolecular Spectroscopy,2017:317-335.
[28]PASSAUER L,BENDER H,FISCHER S.Synthesis and characterisation of starch phosphates[J].Carbohydrate Polymers,2010,82(3):809-814.
[29]ŁABANOWSKA M,WESEŁUCHA-BIRCZYѝSKA A,KURDZIEL M,et al.Thermal effects on the structure of cereal starches.EPR and Raman spectroscopy studies[J].Carbohydrate Polymers,2013,92(1):842-848.
[30]SANTHA N,SUDHA K G,VIJAYAKUMARI K P,et al.Raman and infrared spectra of starch samples of sweet potato and cassava[J].Journal of Chemical Sciences,1990,102(5):705-712.
[31]LIU Y,XU Y,YAN Y,et al.Application of Raman spectroscopy in structure analysis and crystallinity calculation of corn starch[J].Starch-Stärke,2015,67(7/8):612-619.
[32]FLORES M A,JIMENEZ E M,MORA E R.Determination of the structural changes by FT-IR,Raman,and CP/MAS 13C NMR spectroscopy on retrograded starch of maize tortillas[J].Carbohydrate Polymers,2012,87(1):61-68.
[33]NODA T,KOTTEARACHCHI N S,TSUDA S,et al.Starch phosphorus content in potato(Solanum tuberosum L.)cultivars and its effect on other starch properties[J].Carbohydrate Polymers,2007,68(4):793-796.
[34]HOOVER R,HUGHES T,ChUNG H J,et al.Composition,molecular structure,properties,and modification of pulse starches:A review[J].Food Research International,2010,43(2):399-413.
[35]PALABIYIK I,TOKER O S,KARAMAN S,et al.A modeling approach in the interpretation of starch pasting properties[J].Journal of Cereal Science,2017,74:272-278.
[36]WANG H,XU K,MA Y,et al.Impact of ultrasonication on the aggregation structure and physicochemical characteristics of sweet potato starch[J].Ultrasonics Sonochemistry,2020,63:104868.
[37]YANG Z,CHAIB S,GU Q,et al.Impact of pressure on physicochemical properties of starch dispersions[J].Food Hydrocolloids,2017,68(1):164-177.